Фоторецептор

Матеріал з Вікіпедії — вільної енциклопедії.
Перейти до: навігація, пошук
Схематичне подання фоторецепторів (палички з боків та колбочка в центрі). RPE — пігментиний епітелій сітківки OS — зовнішній сегмент фоторецепторів; CC — з'єднуючі війка; IS — внутрішній сегмент фоторецепторів; ONL — зовнішній ядерний шар; OPL — зовнішній сітчастий шар; INL — Внутрішній ядерний шар; N - клітинне ядро; S — синапси.

Фоторецептори — безспайкові світлочутливі сенсорні нейрони, розташовані у зовнішньому ядерному шарі сітківки ока.

Фоторецепторний шар сітківки утворює двовимірну мозаїку, що перетворює безперервне зображення тривимірного світу, сформоване кришталиком та рогівкою ока, в масив дискретних сигналів, які потім обробляються нижчестоячими нейронами сітківки і через оптичний нерв передаються до мозку, до вищої зорової системи.

Сітківка хребетних містить два класи фоторецепторів — палички та колбочки, що мають чотири характерні лише для фоторецепторів структурно-функціональні складові: зовнішній сегмент, внутрішній сегмент, з'єднувальна війка та унікальні в усій нервовій системі синаптичні закінчення, які неперервно вивільняють нейромедіатор за відсутності стимулу. Колбочки і палички різняться між собою морфологією, чутливістю та реакцією на світло, структурою фоточутливих пігментів і діапазоном покриття інтенсивностей світла.

Палички, яких в сітківці людини лише один тип, відповідають за зір при тьмяному і нічному освітлені (скотопічний зір) і дозволяють зоровій системі досягнути меж, накладених поглинанням одиничних фотонів. Коли палички повністю адаптовані до темряви, то можуть реагувати на одиничні фотони[1][2].

Колбочки менш чутливі до світла, але забезпечують гостроту зору. Сітківка більшості ссавців має два типи колбочок, а людини і деяких мавпових три типи, які є максимально чутливими до трьох кольорів (червоного, зеленого та синього). Поєднання відносних інтенсивностей цих трьох основних кольорів дозволяє людському зору визначити колір будь-якого об’єкту. Відтак, колбочки відповідальні за денний (фотопічний) зір.

Поступове зменшення рівня освітлення, від яскравого денного світла до тьмяного нічного, обумовлює перехід зору від колбочок до паличок. Цей перехід супроводжується зміщенням діапазону максимальної зорової чутливості до синього кінця спектру видимого світла - ефект, відомий як «зміщення Пуркинє»[en]. Зміщення Пуркинє пов'язане із проміжним (між фотопічним та скотопічним) сутінковим (мезопічним[en]) зором.

Колбочки у центральній ямці сітківці примат формують регулярну трикутну мозаїку[3] [4][5], тоді як поза центральною ямкою мозаїка колбочок втрачає регулярність, яка швидко спадає із ексцентриситетом[6][7].

Фоторецептори відповідають гіперполяризацією (а не деполяризацією як інші нейрони) у відповідь на адекватний цим рецепторам сигнал — світло[8]. Унікальна морфологія фоторецепторів наділяє їх рисами, подібними до оптичних хвилеводів.

Потреба підтримувати градієнт концентрації іонів у фоторецепторах і їх тонічна деполяризація за відсутності світла робить сітківку однією з найбільш метаболічно активних з усіх тканин тіла [9]. Тому перетворення фоторецепторами світла в електричні сигнали (фототрансдукція) є одним з найбільш енергозатратних процесів організму тварин[10].

Фоторецептори формують та передають всю просторово-часову інформацію, що доступна вищим рівням зорової системи. Розмір, щільність розташування, спектральна чутливість та електричні реакції фоторецепторів накладають нездоланні обмеження на часову, просторову та хроматичну інформацію, яку ЦНС може вилучити із зображення на сітківці[11]

Зміст

Фоторецепторний шар сітківки[ред.ред. код]

Шари сітківки. RPE — пігментиний епітелій сітківки OS — зовнішній сегмент фоторецепторів; IS — внутрішній сегмент фоторецепторів; ONL — зовнішній ядерний шар; OPL — зовнішній сітчастий шар; INL — Внутрішній ядерний шар; IPL — внутрішній сітчастий шар; GC — гангліонарний шар; BM — мембрана Бруха; P — пігментні епітеліоцити; R — палички; C — колбочки; Стрілочка і пунткирна лінія — зовнішня погранична мембрана; H — горизонтальні клітини; B — біполярні клітини; M — клітини Мюллера A — амакринові клітини; G — гангліонарні клітини; AX — аксони.

Сітківка — це шар тканини ока, що трансформує світло у зорові сигнали, які передають інформацію про видимий зовнішній світ до мозку. Трансформація світла в електричні сигнали починається на рівні двох класів фоторецепторів сітківки — паличок та колбочок.[12].

Сітківка хребетних знаходиться попереду пігментного епітелію, клітини якого заповнені темним пігментом меланіном, що поглинає все те світло, яке не схоплюється сітківкою. Це унеможливлює відбиття світла назад у сітківку і погіршення зорового зображення[13].

Фоторецептори знаходяться на задній стінці ока, одразу перед пігментним епітелієм, тому всі інші нейрони сітківки розміщені перед фоторецепторами, ближче до кришталика ока. Така перевернута будова сітківки призводить до того, що світло повинно пройти через всі шари її нейронів, перш ніж потрапить до фоторецепторів. Щоб світло дійшло до фоторецепторів без поглинання та значного розсіяння, нейронні аксони в ближчих шарах сітківки позбавлені мієлінової оболонки, забезпечуючи відносну прозорість цих шарів[14][15].

Палички і колбочки щільно розміщені в сітківці, займаючи ~90 % двовимірного фоторецепторного шару, інші 10 % — це позаклітинний простір[16]. У сітківках тварин, що ведуть денний і нічний спосіб життя (напр., людина, макака, кішка, кролик), близько 5 % всіх рецепторів становлять колбочки, всі інші — палички. Оскільки потік фотонів при денному світлі є значно більшим, ніж вночі, то вдень сітківка може спиратись на меншу кількість фоторецепторів, які ефективно схоплюють надлишкову кількість фотонів, тоді як в темряві важливий кожен фотон, що потребує більшої кількості паличок[17].

Близько 90% світла, яке надходить до ока, не схоплюється фоторецепторами, а поглинається нижчестоячими нейронами сітківки та пов'язаними з ними кровоносними судинами; чи просто входить до фоторецептора і виходить з іншого боку, не будучи ним поглинутим. Інші 10% падаючого світла буде поглинута будь-якою молекулою фотопігменту («зоровий пігмент»), що знаходиться в зовнішньому сегменті і визначає чутливість фотороцепетора до світла [18]. Імовірність, що фотон буде поглинутий даним фоторецептором залежить як від енергії фотону (довжини хвилі світла), так і від типу фоторецептору. Щойно фотон поглинається зоровим пігментом, той хімічно змінюється і запускає ланцюг подій (фототрансдукцію), результатом чого є сигналізування нижчестоячим нейронам схоплення фотону.

Фоторецептори в центральній ямці[ред.ред. код]

Протягом еволюції ока відбулась характерна спеціалізація сітківки — істотне зміщення щільності фоторецепторів та нейронів. Тоді як в ссавців нижчого порядку, напр., щурів та мишей, щільність клітин в сітківці є рівномірною, то в центрі сітківки ссавців вищого порядку, як котів та примат, з'явилось невелике поглиблення — т. зв. центральна ямка (fovea centralis, ~1 мм в діаметрі, покриває близько 3 градусів зорового поля) — де нейрони зміщені в бік, дозволяючи фоторецепторам в цій ділянці отримувати найменш викривлене зорове зображення[19]. Таке зміщення є найбільш явним в середині центральної ямки, фовеолі[en] (~300 мкм в діаметрі). В фовеолі відсутні палички і є найбільша концентрація колбочок, які уможливлюють найкращу гостроту та високу роздільну здатність зору[20]. Замість збільшення фоторецепторів та інших нейронів в усій сітківці для забезпечення вищої гостроти зору, що б також потребувало істотного збільшення розмірів ока, подібна спеціалізація обмежена невеликою ділянкою ока. Щоб фіксувати погляд на речах і могти розгледіти їх більш детально, очі повинні постійно рухатись, уможливлюючи проекцію зорового зображення на центральну ямку. Тому протягом споглядання, людина робить чисельні рухи очей, близько 3 рухів/сек[21].

Розподіл паличок і колбочок в сітківці. Синя крива характеризує гостроту зору що спирається на колбочки і яка спадає з ексцентриситетом від центральної ямки

Центральна ямка в очах людини є неглибокою і має ~570 мкм в діаметрі, містячи до 200 тис. довгохвильових та середньохвильових колбочок / мм2, середня відстань (від центру до центру) між якими становить від 2 до 2,5 мкм[22], тобто, ~120 колбочок / градус зорового кута[en] , що достатньо для формування нейронного зображення найдетальніших ґраток, з 60 циклами/градус зорового кута — межа роздільної здатності зору людини[23][24]). (Для порівняння, щільність колбочок в центральній ямці сітківки орла клинохвостого становить ~1 млн колбочок/ мм2, що відповідає вдвічі більшій гостроті зору (143 цикли/градус), ніж у людини, досягаючи біофізичної межі можливої щільності колбочок, оскільки ще більша щільність колбочок потребуватиме тонших внутрішніх сегментів, чий хвилевідний механізм не зможе запобігти розсіянню фотонів на сусідні колбочки[25][26].)

З ексцентриситетом в 5 градусів від центральної ямки сітківки людини, щільність колбочок спадає в 10 разів (до 20 тис. колбочок/мм2), а з ексцентриситетом в 10 градусів спадає на половину (10 тис. колбочок/ мм2)[27][28]. Із збільшенням ексцентриситета від центру сітківки також збільшується і діаметр колбочок: від 1 до 2 мкм в діаметрі у центральній ямці і від 4 до 10 мкм в діаметрі із ексцентриситетом в 10 градусів, після чого їх діаметр залишається відносно сталим[29][16] . Тварини, які мають менш гострий денний зір, ніж людина, але кращий зір вночі, мають зменшену щільність колбочок в центральній ямці задля збільшення кількості паличок в сітківці. Так, щільність колбочок в центральній ямці кішки майже в десятеро менша (30 тис. / мм2) ніж в людини, завдяки чому у них збільшується щільність паличок до 200 тис. / мм2[30].

На відміну від колбочок, палички відсутні в фовеолі, однак їх щільність швидко зростає із ексцентриситетом, досягаючи максимальної щільності за 3 мм (20 градусів) від центральної ямки (160 тис. паличок/ мм2). Звідси концентрація паличок спадає більш поступово, досягаючи 35 тис./ мм2 на периферії сітківки[29]. Також, на відміну від колбочок, діаметр паличок швидко не зростає із збільшенням їх щільності, залишаючись відносно сталим (~1,5 мкм) одразу з їх появою поза фовеолою і збільшуючись на периферії сітківки (4 мкм)[16] .

Сітківка також містить ділянку, відому як оптичний диск — місце, де зоровий нерв відходить із сітківки до мозку. В цій ділянці не знаходиться жодного фотороцептору, тому вона постає як сліпа пляма в зоровому полі[13]. Зоровий нерв містить 106нервових волокон (утворюються аксонами гангліозних клітин), що з урахуванням кількості колбочок і паличок в сітківці (6,5×106 та 120×106, відповідно) вказує на високий коефіцієнт конвергенції із фоторецепторів до гангліозних клітин, порядку 120/1[14].

Фоторецептори сітківки організовані мозаїчно в один шар, що формує синаптичні зв'язки з нижчестоячими нейронами — горизонтальними та біполярними нейронами в зовнішньому сітчастому шарі[12].

Теорія подвійності зору[ред.ред. код]

Ідея, що зорова система хребетних поділяється на дві морфологічно та фізіологічно відмінні підсистеми (паличкову та колбочкову), лежить в основі теорії подвійності зору.

Відкриття фоторецепторів[ред.ред. код]

Одне з перших зображень фоторецепторів (паличок), зроблене Готфрідом Тревіранусом, 1837

1722 р., вивчаючи сітківку людини, Антоні ван Левенгук скоріш за все був одним з перших, хто через мікроскоп побачив фото-рецептори, хоча він не розумів їх функціональної ролі[31]. Тільки через століття фоторецептори в зовнішній сітківці були виявлені, виокремлені та описані. В 1830-х рр. німецький лікар та природознавець Готфрід Тревіранус [en] виявив фоторецептори,[32][33], вивчаючи під мікроскопом сітківки риб, земноводних, ссавців та птахів[34]. Хоча він і пов'язав функцію виявлених ним паличок (які він назвав «пухирцями») із сприйняттям світла[35], Тревіранус вважав, що фоторецептори спрямовані до склоподібної камери ока, а не від неї, і оптичний нерв (чиї закінчення він, продовжуючи декартівську традицію, вважав рецепторними елементами) на його думку повинен був відходити позаду рецепторів[36].

Як відзначали пізніше інші дослідники сітківки, "хоча дослідження (анатомії сітківки) Тревірануса були хибними майже у всьому, вони були корисними, оскільки стимулювали одразу серію нових досліджень "[37]. Вперше на те, що фоторецептори перевернуті, вказав анатом та фізіолог Фрідріх Біддер[en] (1839), який виявив, що закінчення паличок витягнуті до хоріоідеї ока[38][32]. Однак і Біддер, подібно до Тревірануса, не міг зрозуміти, яким чином перевернуті фоторецептори можуть реагувати на світло, тому зводив їх функцію лише до віддзеркалення світла через волокна оптичного нерву[32].

Німецький анатом та фізіолог Генріх Мюллер[en] в 50-х рр. ХІХ ст. описав перевернуту природу фоторецепторів і, паралельно з швейцарським фізіологом Альбертом фон Кьоллікером[en][39], та вперше вказав два окремі їх типи (палички і колбочки)[40][41]. Вказавши, що палички на відміну від колбочок мають багрянистий колір, Мюллер однак ще не зміг визначити, що ці фоторецептори мають різні зорові функції[32].

Зміщення Пуркинє[ред.ред. код]

Зміщення Пуркинє. Модель видимості червоної квітки герані для денного (фотопічного) зору, сутінкового (мезопічного) зору та нічного (скотопічного) зору. При яскравому денному світлі квіти герані постають яскраво червоними на фоні тьмяного зеленого кольору їх листя чи синіх квітів, але при сутінковому освітленні червоні пелюстки постають темно-червоними або чорними, тоді як зелені листя чи сині пелюстки постають відносно яскравими.

Одним з перших психофізичних свідчень існування двох відмінних систем зору, паличкової та колбочкової, було відкриття в 1820-х рр. чеським фізіологом та анатомом Яном Пуркинє , феномену зміщення максимальної чутливості ока в напрямку синього кінця спектру видимого світла із зменшенням рівня освітленості[33].

Пуркинє помітив, що відносна яскравість різних кольорів змінюється із зміною загального рівня освітлення. Він відмітив, що сині та червоні квіти, незалежно від їх різниці в кольорі, виглядають для нього однаково яскраво при денному світлі. Однак при дуже тьмяному світлі, в сутінках чи на світанку, червоні квіти виглядають темно червоними чи майже чорними, тоді як він все ще може бачити синій колір квіток, які виглядають яскравішими [42].

Хоча сам Пуркинє не вважав своє відкриття важливим, саме цей феномен, відомий як «ефект Пуркинє» або «зміщення Пуркинє», свідчив про існування подвійної системи зору – колбочкового кольорового зору, що функціює при яскравому освітленні та паличкового безколірного зору при тьмяному освітленні[32]. Пізніше феномен зміщення Пуркинє був виявлений також в жаб [43], котів [44], ховрахів[45], акул[46] і навіть двокрилих [47], засвідчуючи в них існування подвійної системи зору.

В основі ефекту Пуркинє (зміщення найяскравішої області спектру із зміною освітленості від червоного до синього кольору) є різниця між скотопічною, паличковою спектральною чутливістю (з піковою довжиною хвилі 500 нм) та фотопічною, колбочковою спектральною чутливістю (пік 555 нм). Інтенсивності голубого та червоного світла, що відбиваються від квіток, стимулюють колбочки майже в однаковій мірі при денному освітленні. Однак при сутінковому і тьмяному світлі на відміну від колбочок, палички продовжують функціювати і, оскільки вони є більш чутливими до коротких довжин хвиль світла (синього кінця спектру), тому продовжують сприймати сині квіти, коли вже колбочки починають сприймають червоні як відтінки сірого чи майже чорні[21]. Окрім іншого, зміщення Пуркинє є одним із важливих свідчень, що палички поряд з колбочками залучені до формування кольорового зору [33].

Втім, для підтвердження поведінкового відкриття Пуркинє відмінності двох систем зору потрібні були однозначні анатомічні та фізологічні свідчення відмінностей між їх фоторецепторами, паличками та колбочками.


Теорія подвійності Шульце[ред.ред. код]

Першим хто однозначно вказав на функціональну відмінність між паличками та колбочками, був відомий німецький анатом Макс Шульце[en][48][32], який у серії статей 1866—1867 рр. показав подвійність сітківки хребетних і заклав основи теорії подвійності зору[49][50][51].

Для розрізнення паличок від колбочок, Шульце спирався на їх морфологію, що стало врешті класичним критерієм для виділен-ня типів фоторецепторів. Він помітив, що фоторецептор не є однорідним, але поділений на сегменти — зовнішній та внутрішній. Відповідно до морфології зовнішніх сегментів фоторецепторів, Шульце їх назвав Stäbchen (паличками) та Zapfen (колбочками.) У паличках Шульце виділив довгі, циліндричні зовнішні сегменти; тонкі та видовжені внутрішні сегменти, тоді як в колбочок — короткі, конусоподібні зовнішні сегменти та більш ширші і сплющені внутрішні сегменти. Крім того, наявність чи відсутність у внутрішньому сегменті фоторецепторів спеціалізованих структур, — «олійних краплин»[en], що притаманні сітківкам птахів та деяких плазунів, — слугувало основою для відокремлення колбочок (які їх мають), від паличок (які позбавлені таких вкраплень)[48].

Чітко виділивши внутрішні та зовнішні сегменти фоторецепторів і їх відмінність між паличками та колбочками, Шульце встановив відмінну роль, яку вони відіграють у процесі зору. Паличкам він відвів роль у безколірному нічному зорі[en], тоді як колбочки вважав відповідальними за кольоровий Денний зір. Порівняно з більш розвиненими колбочками, палички Шульце вважав більш примітивним органом зору. Він встановив, що найбільша концентрація колбочок знаходиться в центрі сітківки (центральна ямка) людини, тоді як палички переважають на її периферії. Порівнявши свої гістологічні дані із поведінковими відкриттями фізіолога Германа Обера[en][52]про те, що із збільшенням відстані від центральної ямки, розрізнення кольорів та гострота зору спадають, Шульце прийшов до висновку, що тільки колбочки відповідальні за кольоровий та просторовий зір з високою роздільною здатністю[33].

Порівняльні дослідження Шульцем сітківок тварин, які вели нічний чи денний спосіб життя, підтвердили його припущення про функціональну відмінність двох типів фоторецепторів. Вивчаючи сітківки нічних тварин (сов, кажанів, кротів, їжаків), Шульце виявив, що вони мають мало чи взагалі не мають колбочок[48]. Так само він виявив лише невелику кількість паличок у тварин, найбільш активних лише протягом дня (ящірки, змії, хамелеони, деякі види птахів)[53]. Оскільки людський зір не розрізняє кольори вночі, Шульце прийшов до загального висновку, що палички відповідальні за безкольорове сприйняття при тьмяному світлі, а колбочки за кольорове сприйняття при яскравому світлі, заклавши основи Duplizitätstheorie («теорії подвійності») зору – відповідно з якою колбочки залучені до денного (фотопічного) зору, а палички до нічного (скотопічного) зору. До сутінкового (мезопічного) зору палички і колбочки залучені разом. Термін Duplizitätstheorie ввів у 1890-х рр. німецький фізіолог та психолог Йоганн фон Кріс[en]

Не зважаючи на свою новизну та обґрунтованість солідними порівняльними дослідженнями, ідеї Шульце щодо подвійної природи сітківки не отримали одразу належного визнання серед тогочасних фізіологів, а видатний німецький фізіолог Герман фон Гельмгольц навіть не згадав їх у другому виданні свого славнозвісного «Керівництва з фізіологічної оптики» (1896)[33].

Пізніше французький офтальмолог Анрі Паріно[en] незалежно від Шульце, прийшов до висновку про існування двох класів фоторецепторів. Він виявив, що така хвороба очей, яка нікталопія (нездатність бачити при тьмяному світлі чи вночі) не призводила до втрати чутливості колбочок в центральній ямці сітківки і встановив, що вона була пов'язана з паличками: пошкодження пігментного епітелію призводило до нічної сліпоти, а оскільки, як було встановлено не задовго перед цим, пігментний епітелій потрібен для регенерації родопсину, який міститься тільки в паличках, то нічний зір спирається на палички[54]. На основі цих відкриттів, Паріно висунув ідею «deux retines» (двох сітківок), і припустив як і Шульце, що палички та колбочки виконують різні функції і саме завдяки цьому є можливим денний та нічний зір[55]. Однак подібно до ідей Шульце, ідеї Паріно не привернули уваги колег[33].

Тільки завдяки німецькому фізіологу Йоганну Крісу, який включив ідеї Мюллера, Шульце та Паріно до власної теорії подвійності (1896)[56] та присвятив їм окремий розділ в реда-гованому ним третьому виданні «Керівництва з фізіологічної оптики» (1909) Гельмгольца[57], теорія по-двійності зору отримала широке визнання та підтримку серед науковців[33].

Існування двох відмінних систем фотосприйняття у відповідності з теорією подвійності було також підтверджене психофізично. 1933 р. Стайлс і Кроуфорд виявили парадоксальний феномен: для денного зору, світло, яке проходить через периферію зіниці є менш ефективним, ніж світло, яке проходить через її центр (т. зв. «Ефект Стайлса-Кроуфорда», див. нижче)[58]. Цей ефект пов'язаний з колбочками, які більш чутливі до світла, що надходить до них вздовж їх осі, аніж під похилим кутом. Однак така чутливість до напрямку світла не проявлялась в нічному зору і не виявлялась для паличок[59].

1937 р. відомий американський фізіолог Селіг Хегт[en] опублікував ґрунтовний огляд всіх наявних на той час свідчень, які вказували на те, що майже всі вимірювання зорової активності можна розділити на дві частини — 1) рівень низького освітлення, за який відповідають палички і пов'язаний з нічним зором 2) рівень високого освітлення, що спирається на колбочки і пов'язаний з денним зором[60]. . На основі аналізу накопичених з часів Мюллера і Шульца даних, Хегт прийшов до висновку, що теорія подвійності зору адекватно описує зір і його фоторецепторну природу і повинна слугувати основою для подальших досліджень фоторецепторів.

Теорія трансмутації фоторецепторів[ред.ред. код]

Розрізнення між паличками та колбочками довгий час ґрунтувалось виключно на їх морфології. Хоча таке розрізнення є однозначним для багатьох примітивних та древніх груп хребетних, воно неоднозначне для багатьох груп тварин, що еволюціонували відносно нещодавно і які трансформували свої фоторецептори під час зміни активності в середовищі один раз (напр. геконоподібні) або навіть двічі (деякі змії). Для врахування цих складностей класифікації фоторецепторів, американський фізіолог Гордон Волльс[en] запропонував «теорію перетворення (трансмутації)» (1934 р.), відповідно до якої в процесі еволюції тварини трансформували свої фоторецептори для адаптації до нових умов середовища[61].

Волльс припустив, що палички і колбочки не є відокремленими та незмінними типами рецепторів, але могли еволюціонувати, трансформуючись одне в одне через серію морфологічно різних проміжних ланок. Він вважав, що палички могли заново еволюціонувати із колбочок в тих тварин, що втратили колбочки, і навпаки — палички із колбочок[61]. Перехід плазунів до нічного життя призвів до збільшення розміру зовнішніх сегментів деяких з їх колбочок, внаслідок чого вони поступово ставали паличко-подібними. Як узагальнив основу ідею теорії трансмутації Волльс, «перші палички в світі були генеровані трансмутацією колбочок і цей процес час від часу повторювався, коли потрібно, з тих пір, коли хребетні ступили на землю» [62]

Малюнок Волльса трансмутації колбочок змії, 1942.

Волльс сформулював та розвивав свою теорію вивчаючи морфологію фоторецепторів сітківок представників роду лускатих, зокрема нічних і денних геконоподібних та змій. Він виявив, що сітківки деяких з цих видів мали лише колбочки або лише палички, або ж проміжні фоторецептори (суміш властивостей паличок і колбочок), хоча їх еволюційні пращури мали протилежні сітківки — відповідно, виключно з паличками, або ж виключно з колбочками. Крім того Волльс дослідив, що а) на відміну від денних тварин, фоторецептори в нічних тварин втратили забарвлені олійні краплини чи взагалі не мали таких вкраплень, б) фоторецептори нічних тварин мали більш видовжену форму, із надзвичайно довгими зовнішніми сегментами[61]. Всі ці свідчення трансмутації фоторецепторів різних видів лускатих Волльс виклав у своїй фундаментальній праці «Очі хребетних та їх адаптивна радіація» (1942 р.)[62].

Не зважаючи на всю радикальність теорії Волльса, вона не суперечила головному аспекту теорії подвійності зору — функціональній відмінності між нічним та денним зором, що спирався на палички та колбочки. Однак теорія трансмутації дозволила по-іншому підійти до вивчення фоторецепторів, їх еволюції та адаптації до середовища і відмовитись від їх трактування, як фіксованих та відокремлених класів фотосприйняття. Теорію Волльса пізніше підтримав і розвинув відомий британський герпетолог Гарт Л. Андервуд (Garth L. Underwood, 1919—2002)[63][64][65][66].

Хоча Волльс вивчав тільки морфологічні аспекти трансмутації, він вважав ключовою відмінністю між нічними та денними фоторецепторами наявність паличкового зорового пігменту (родопсину, RH1) в адаптованих до темряви паличках та його відсутність в колбочках. Не знайшовши паличкового родопсину в сітківках різних представників нічних та денних полозових змій, Волльс припустив, що нічні полозові із винятково паличковими сітківками еволюціонували від денних полозових із винятково колбочковими сітківками[61]. Однак він не мав достатніх даних для підтвердження цієї теорії трансмутації, оскільки в його час не було засобів, потрібних для ідентифікації зорових пігментів, що є молекулярними ознаками різних типів фоторецепторів[67].

За винятком робіт Волльса та Андервуда, не зважаючи на прогрес молекулярної біології, теорія трансмутації не отримала належної уваги дослідників, які вивчали головним чином молекулярні складові фоторецепторів птахів, риб та ссавців. Винятком було дослідження фоторецепторів геконів, в яких було виявлено пігменти та диски зовнішніх сегментів, які зазвичай присутні в колбочках, і яким була притаманна експресія генів опсину, пов'язаного із денним зором, незалежно від того чи це нічні види геконів, із винятково паличковими сітківками, чи денні, із винятково колбочковими сітківками[68][48][69][70][71].

Волльс також припустив, що фоторецептори «простих сітківок» (з виключно одним типом рецепторів) також є результатом трансмутації. Однак вивчення фоторецепторів змій в контексті теорії трансмутації розпочалось лише в 1990-х рр. і також спочатку стосувалось вивчення лише морфологічних відмінностей. В сітківці звичайної котячої змії було виявлено, що паличкові фоторецептори мають дещо конусоподібний (як у колбочок) зовнішній сегмент та невіддільність дисків зовнішніх сегментів від плазматичної мембрани, що є характерним для колбочок[72]. Це свідчило про те, що такі палички є трансмутованими паличкоподібними колбочками.

Застосування молекулярних технік (імуномаркування[en] зовнішніми раманівськими мітками) та мікроспектрофотометрії[en] для дослідження зорових пігментів винятково паличкової сітківки нічного вужа, виявило в них колбочкові пігменти[73][74]. Ці дані підтвердили морфологічні дослідження та припущення Волльса, який вважав, що сітківка цього виду має сильно трансмутовані паличко-подібні колбочки[61].

Винятково-колбочкова сітківка підв'язкової змії західної, під сканувальним електронним мікроскопом. Відповідно з теорією трансмутації Волльса, ці колбочки є трансмутованими паличками, що підтвердили дослідження лабораторії Белінди Чанг.

Лабораторія Белінди Чанг (англ. Belinda Chang) з Торонтського університету сьогодні є однією з провідних у світі по вивченню молекулярних складових фотосприйняття змій і відома рядом відкриттів, які підтримують та поглиблюють теорію трансмутації Волльса. Використавши широкий спектр технік (секвенування ДНК, філогенетичний та молекулярно-еволюційний аналіз, in vitro експресію фотопігментів, мікроспект-рофотометрію, електронну мікроскопію та імуногістохімію) для дослідженні сітківки денної підв'язкової змії західної, яка має один тип подвійних і три типи одиничних колбочок, Чанг з колегами виявили, що деяким малим одиничним колбочкам притаманні паличкоподібні диски зовнішніх сегментів, відмінні від колбочок еліпсоїди внутрішніх сегментів та експресія гену паличкових родопсину (Rh1) і трансдуцину[en] (Gt)[75][76][77]. Відтак, ці малі одиничні колбочки не є справжніми колбочками, а трансмутованими паличками, що є першим прямим свідченням трансмутації в сітківці змій та першим молекулярним свідченням трансмутації від палички до колбочки[76].

Трансмісійна електронна мікроскопія колбочок підв'язкової змії західної мають характерну для паличок структуру, форму зовнішнього сегменту та мембранні диски, підтверджуючи теорію трансмутації Волльса що це трансмутовані палички

На основі отриманих даних, Чанг з колегами припустили, що винятково колбочкові сітківки еволюціонували не шляхом втрати паличок, а, як припускав Волльс[61], через еволюційну трансмутацію давніх паличок в колбочко-подібні фоторецептори для того, щоб повернути потрібну для денного життя спектральну чутливість та розрізнення кольорів, втрачені разом з опсинами (SWS2 та RH2) «зелених» колбочок протягом ранньої, можливо землерийної, еволюції змій[77] .

Схожі результати були отримані лабораторією Чанг при вивченні винятково колбочкової сітківки денної соснової змії чорно-білої[78], в зовнішніх сегментах колбочок яких було виявлено експресію гену паличкового родопсину (Rh1), який однак, знебарвлювався за присутності гідроксиламіну, що характерно для опсинів колбочок[79]. Результати Чанг та колег однозначно вказують на трансмутацію колбочок соснової змії із паличок, що, в цілому, може свідчити про поширеність феномену трансмутацій серед полозових змій[78].

Теорія трансмутації Волльса знайшла також підтримку в нещодавньому молекулярно-філогенетичному дослідженні цілого ряду полозових змій, в чиїх винятково-паличкових та винятково колбочкових сітківках була виявлена експресія генів колбочокових та паличкових опсинів, відповідно[67] . Хоча отримані результати цього дослідження свідчать про дещо складніший сценарій, ніж припускав Волльс: паличкоподібні колбочки та колбочкоподібні палички змій могли еволюціонувати щонайменше двічі.

У поєднанні із результатами досліджень сітківок геконів, дослідження змій припускають, що на відміну від сталої подвійної сітківки риб, птахів та ссавців, фоторецептори плазунів зазнавали повторюваних і радикальних змін.

Зоровий пігмент[ред.ред. код]

Чутливість фоторецепторів до світла обумовлюється спектром поглинання їх зорових пігментів (фотопігментів[en]), що знаходяться в зовнішньому сегменті фоторецептору[19].

Відкриття зорового пігменту[ред.ред. код]

Малюнок Ф.Болла (1877 р.) процесу знебарвлення сітківки жаби світлом. На останньому малюнку (внизу, праворуч) не знебарвленими залишаються тільки т.зв. "зелені палички"; див. нижче "Типи паличок"

Зорові пігменти відкрив в 1876-77-х рр. німецький фізіолог Франц Болл[en], вивчаючи сітківку жаб [80] [81]. Він виявив, що вплив світла сітківку призводить до знебарвлення її червонувато-пурпурового кольору, роблячи її блідою [82] [83]. Однак, Болл помітив, що сітківка відновлює свій пурпуровий колір, якщо тварина тримається в темряві після впливу світла [84]. На основі цих відкриттів, Болл прийшов до висновку, що світло призводить до знебарвлення пігменту сітківки і припустив, що в зовнішніх сегментах паличок наявні субстанції, що реагують на світло і передають цю інформацію до ЦНС через фотохімічний процес.

В кінці 1870-х рр. німецький фізіолог Вільгельм Кюне[en] підтвердив відкриття Болла, показавши, що зоровий пігмент паличок жаби знебарвлюється під впливом світла, але відновлює свій колір в темряві і зберігає його навіть після смерті [85]. Через характерний колір, він назвав фотопігмент палички нім. Sehpurpur («зоровий пурпур») [86], сьогодні відомий як родопсин. Кюне також виявив, що відновлення фотопігменту після знебарвлення пов’язане із пігментним епітелієм сітківки, за відсутності якого родопсин не повертається до первинного перед-знебарвленого стану. Крім того, Кюне вперше виміряв спектральну чутливість родопсину й прийшов до висновку, що зорове сприйняття спирається на поглинання світла цим пігментом[87].

В 1930-х рр. видатний американський фізіолог Джордж Уолд показав, родопсин під впливом світла розкладається на каротиноїд, який він назва ретинен (англ. retinene, сьогодні відомий, як ретиналь) і білок (пізніше названий «опсином») [88] [89]. Уолд прийшов до висновку, що зоровий пігмент є складним білком із ретиненом, як простетична група [90]. Крім того, Уолд розпочав вивчення фотопігментів колбочок і вилучив із сітківки курки чутливий до червоного світла пігмент, який назвав «йодопсин» [de], - назва, яку він переніс на всі фотопігменти колбочок, аби відрізнити їх від фотопігменту палички, родопсину[91] [92]. Уолд з колегами показав, що йодопсин знебарвлюється, формуючи ретиналь та білок, який є відмінним від білка опсину в родопсині.

В середині 1950-х рр., в серії статей Уолд з колегами показали, що система родопсину залежить від ізомеризації ретиналю (конформаційної зміни в молекулі) і що 11-цис ізомер ретиналь є попередником всіх зорових пігментів [93] [94] [95] [96] [97].

Використавши рідкий азот для уповільнення хімічних процесів, Уолд та ін. вперше показав, що родопсин проходить через серію нестійких молекулярних перетворень, одне з яких (мета-родопсин ІІ) приводить до збудження фоторецептору перш ніж ретиналь буде гідролізований із опсину [98].

За свої відкриття пов’язані з фотохімією зору Джордж Уолд отримав в 1967 р. Нобелівську премію з фізіології або медицини.

Структура фотопігменту[ред.ред. код]

Всі зорові пігменти мають однакову структуру, складаючись із білка опсину та світлопоглинаючого хромофору, ретиналю[en] (альдегід вітаміну A1), що ковалентно зв'язаний з опсином через основи Шиффа і надає білку його колір[99]. Саме хромофор робить фотопігментм чутливим до світла

Опсини – це трансмембранні семиспіральні білки, єдиний поліпептидний ланцюг яких складається з 364 (гени фотопігменту M- та L-колбочок) або 348 (ген фотопігменту S-колбочки) амінокислотних залишків[en][100]. Поєднуючись із хромофорами, опсини формують світлочутливі комплекси фоторецепторів. Хромофором фоторецепторів хребетних є 11-цис-ретиналь. Поглинання фотону ретиналем є початком зору, після чого через близько пікосенкуди, ретиналь ізомеризується, приводячи до конформаційної зміни опсину, запускаючи сигнальний біохімічний каскад, наслідком якого є зміна мембранного потенціалу фоторецептора, що змінює вивільнення нейромедіатора синапсами і сигналізує нейронам другого порядку про світловий стимул[101][102].

Спектральна чутливість фотопігменту[ред.ред. код]

Нормалізовані криві спектральної чутливості фотопігментів трьох типів колбочок (S, M, L) у порівнянні з паличкою (R).

Світло - це електромагнінтною хвиля видимого спектру (в діапазоні частот 4×1014 - 7.5×1014 Гц, що відповідає довжинам хвилі в діапазоні 400 – 750 нм). Електромагнітна хвиля складається із швидко змінюваних електричного та магнітного полів, що розповсюджуються в просторі. Вона має частоту, ν, та густину енергії, що є пропорційною квадрату електричного поля. Енергія електромагнітного поля передається об'єктам, як дискретні кванти, фотони. Величина енергії, яку фотон може повідомити об'єкту, пропорційна його частоті[103].

Першим кроком у процесі зору є поглинання фотонів зоровими пігментами фоторецепторів, що запускає біохімічний каскад фототрансдукції[100]. Тільки фотони, що поглинаються зоровими пігментами, будуть залучені до процесу зору і жоден із пострецепторних нейронних механізмів обробки інформації не в змозі відновити чи замінити інформацію, втрачену коли фотони не були поглинуті. Тому фотохімічні властивості зорових пігментів накладають фундаментальні обмеження на ймовірність схоплення фотонів фоторецепторами, а, відтак, і на зорове сприйняття світу [104].

Поглинання фотонів є стохастичним процесом, через це сигналізування фоторецептором схоплення фотону визначається головним чином ймовірністю поглинання фотону, що є функцією частоти фотону. Оскільки частота є фундаментальною властивістю фотону, то спектральне поглинання зоровим пігментом повинно виражатись, як функція частоти. Втім, загальноприйнятим є визначення спектрального поглинання як функції довжини хвилі, припускаючи, що воно стосується фотону у вакуумі. Хоча коли електромагнітна хвиля поширюється в середовищах з різним показниками заломлення, то довжина хвилі змінюється пропорційно швидкості світла, а зберігається тільки її частота. Тому для поглинання зоровим пігментом ключовою є енергія фотону, а не його довжина хвилі. До прикладу, хоча довжина хвилі «зеленого» фотону в середині ока залежить від того, чи заповнене воно водою або повітрям, проте саме сприйняття фотону не змінюється, оскільки поглинання світла фоторецептором залежить від енергії фотонів, що пропорційна його незмінній частоті[105][106].

Якщо розглядати спектральне поглинання фотопігменту як функцію довжини хвилі, то спектри поглинання зорових пігментів всіх видів хребетних є схожими, складаючись з кількох відмінних діапазонів поглинання: α-, β-, γ-діапазони та ін. [11]. Головний, α-діапазон, разом із значно слабшим (β-діапазоном), пов'язаний із опсин-звязаним хромофором і формує асиметричну та куполоподібну криву, що описує відносну ймовірність поглинання кожної з довжин хвиль світла (енергії фотону) [107]. Піком α-діапазону є довжина хвилі світла, що поглинається з найвищою ймовірністю, відома як λmax (довжина хвилі максимального поглинання) [108].

Самі по собі опсини максимально поглинають фотони в ультрафіолетовій області спектру, нижче 300 нм, тоді як хромофор ретиналь максимально поглинає в діапазоні 380 нм [109]. Лише зв’язування опсину з ретиналем формує широкий, α-діапазон поглинання у видимому спектрі світла. λmax α-діапазону даного фотопігменту залежить від генетично обумовленої послідовності амінокислот опсину та взаємодії конкретного опсину з хромофором[110]. Другий, значно менший, діапазон поглинальної здатності (β-діапазон) пов'язаний із цис-діапазоном хромофору. Зростання спектрів фотопігменту L- та M-колбочок при дуже коротких довжинах хвиль є свідченням такого β-діапазону.

Існують відповідні шаблони, які дозволяють моделювати повне спектральне поглинання зорового пігменту використовуючи тільки довжину хвилі його максимального поглинання, λmax. Найбільш поширеним серед яких є шаблони зорових пігментів, отримані В.Говардовським та ін [111]. Однак, оскільки всі зорові пігменти ссавців містять ретиналь, а їх λmax коливається в діапазоні від ~360 нм в ближній УФ-області спектру (миші та морські свинки) до ~565 нм в червоній області спектру (примати і люди), то точна максимальна чутливість даного фотопігменту ссавців визначається послідовністю амінокислот опсину та взаємодією специфічних амінокислот із хромофором в ділянці зв’язування опсину [112].


Класи фотопігментів[ред.ред. код]

3D структура родопсину сітківки бика

Зорові пігменти фоторецепторів класифікуються відповідно до спектру поглинання фотонів, що описує відносну ймовірність поглинання фотона з певною енергією. Існує кілька класів фоторецепторів, кожен з яких має характерний спектр поглинання з піком в найбільш переважній довжині хвилі світла.

В паличках та колбочках виявлені п'ять різних типів зорових пігментів: тип Родопсин 1 (позначається: Rh1) найчастіше знаходиться в паличках і має максимальну чутливість (λmax) 482-508 нм (діапазон синьо-зеленого кольору), тоді як в колбочках знаходяться інші чотири типи пігментів: Rh2 , LWS (англ. long wavelength sensitive, чутливі до довгих довжин хвиль світла), із λmax 500–570 нм (червоний/зелений колір); MWS (англ. mid wavelength sensitive ; чутливі до середніх довжин хвиль світла ) із λmax 480–530 нм (зелений колір), SWS1 і SWS2 (англ. short wavelength sensitive; чутливі до коротких довжин хвиль ) із λmax 355–445 нм (ультрафіолет/фіолетовий колір) і 400–470 нм (синій колір), відповідно. [113][114][115].

Зорові пігменти хребетних еволюціонували близько 500 млн. років тому і походять із п'яти класів генів опсину: чотири спектрально відмінні класи генів опсину колбочок та один клас опсину палички[116]. Опсинні класи колбочок еволюціонували через дуплікацію генів, а клас опсину палички еволюціонував скоріш за все через дуплікацію гену Rh2-опсину колбочки [117] .

Нічний спосіб життя ранніх ссавців призвів до зменшення кількості класів генів зорових пігментів колбочок із чотирьох до двох. А деякі одноколірні нічні та морські види потім втратили і один з цих двох класів генів[118]. Тому триколірність деяких примат і людини пов'язана або з дуплікацією одного з цих двох класів генів або з поліморфізмом [119]. На відміну від ссавців, птахи зберегли гени чотирьох фотопігментів колбочок, чия експресія присутня в їх одиничних та подвійних колбочках. Однак, як птахи, так і більшість ссавців втратили чутливість до ультрафіолетового світла, яка присутня лише в кількох видів ссавців (гризуни та сумчасті), тоді як у птахів вона заново набута [120].

Адаптація тварин до нових умов також позначається на варіації класів зорових пігментів, які по-різному налаштовуються до конкретних спектральних областей чи нових зорових завдань. Мутація в гені опсину може призвести до спектрального зміщення максимальної чутливості фотопігменту, коли навіть заміна одного нуклеотиду може призвести до заміщення ключової амінокислоти, що змінить взаємодію між хрофомором та опсином і, відповідно спектральне зміщення чутливості пігменту [121][122].

3D модель молекули дегідроретиналю

Модифікація спектральної чутливості класів фотопігментів також здійснюється через зміну хромофору. Вітамін А має в хребетних дві форми – вітамін А1 і вітамін А2. Зорові пігменти, сформовані із ретиналю (альдегід вітаміну А1) називаються родопсинами (поширені серед морських та наземних тварин), тоді як пігменти, які містять 3-дегідроретиналь[en] (похідний вітаміну А2) називаються порфиропсинами[de] (поширені серед риб, земноводних, плазунів) [123].

Хромофор, що знаходиться в гідрофільному мішку в середині опсину, складається із кон'югованого ланцюга з 18 атомів вуглецю, прикріплених до β-іононового кільця[en], а 3-дегідроретиналь ще містить додатковий подвійний зв'язок між вуглецями в β-іононовому кільці[118]. Тому з’єднання 3-дегідроретиналю з опсином зміщує λmax зорових пігментів до довших довжин хвиль [124], однак за рахунок зменшення термальної стабільності та фоточутливості[123]. Таке зміщення залежить від довжини хвилі, досягаючи 50-60 нм із зоровими пігментами, чутливими до довгих хвиль (LWS) і лише кілька нанометрів з короткохвильовими пігментами (SWS1, SWS2) [125]. Відтак, лише шляхом зміни хромофорів в процесі розвитку чи сезонних змін, зорові пігменти можуть істотно змінювати максимальну спектральну чутливість, приводячи до змін кольорового зору.

Колір та довжина хвиль світла[ред.ред. код]

Довжини електромагнітних хвиль (λ), які є видимими для людини (можуть пройти через оптику ока та спричинитись до фотохімічної зміни в зорових пігментах сітківки), знаходяться в діапазоні від 400 нм (фіолетовий) до 700 нм (темно-червоний). Цей діапазон видимого світла включає кольори спектру, які Ісаак Ньютон описав як червоний, помаранчевий, жовтий, зелений, блакитний, індиго та фіолетовий. Для деяких тварин, включаючи риб, птахів та багатьох членистоногих, цей спектр розширюється до ультрафіолетового діапазону – від 400 до ~320 нм (ультрафіолет А, UVA) [126].

Об'єкти в зовнішньому світі відбивають різні довжини хвиль світла по-різному. Тому розподіл довжин хвиль в світлі, відбитому від об'єктів, допомагає тваринам ці об'єкти ідентифікувати, розрізнити та класифікувати. Так, листя відбивають більшість світла в діапазоні 500-600 нм, сині квіти в діапазоні 350-500 нм, стиглий фрукт – 550-600 нм і т.д. [127].

Слід розрізняти колір і довжину хвилі світла. Як відзначав ще Томас Юнг в 1802 р., самі по собі довжини хвиль не мають кольору [128]. Колір, який людина суб'єктивно сприймає, постає як результат аналізу зоровою системою різних довжини хвиль світла [129].

Коли в 1960-х рр. вперше була виміряна чутливість одиничних колбочок до різних довжин хвиль світла, то було виявлено, що жодна з них не була чутливою до «червоних» довжин хвиль (довших 600 нм). Найближчою до червоного кольору є колбочка, що має максимальну чутливість до довжини хвилі ~564 нм, що відповідає жовто-зеленому кольору. Тому червоний колір не має окремого фоторецептора в сітківці людини, а відображається як зменшення у вихідному сигналі колбочок з λmax = 564 нм та ще більшим зменшенням у вихідному сигналі колбочок з λmax = 534 нм. Відтак, для справжнього «червоного» кольору (довжини хвиль більше 650 нм) зостаються активними тільки колбочки з λmax = 564 нм. Тому приписування суб’єктивного сприйняття певного кольору до довжини хвиль приводить до змішання, коли ми називаємо, до прикладу, довжину хвилі 580 нм як «жовтий» колір. Однак, суб’єктивний жовтий колір постає як поєднання світла з довжинами хвиль 620 нм («червоний» колір) та 540 нм («зелений» колір). Так само є багато кольорів, які людина сприймає як один, але які не мають відповідних одних спектральних довжин хвиль (напр., «пурпуровий» колір є поєднанням довгих (червоний колір) та коротких (синій колір) довжин хвиль) [127].


Принцип уніваріантності[ред.ред. код]

Хоча ймовірність того, що фотон буде поглинений фоторецептором істотно змінюється із довжиною хвилі світла (визначаючи спектральну чутливість фоторецептора), однак, - відповідно із запропонованим в 1960-х рр. англійським фізіологом Вільямом Раштоном[en] принципом уніваріантності[en], - ефект від поглинання фотону незалежний від довжини хвилі[130][131] . Тому кожен з трьох класів колбочок, які забезпечують триколірний зір, характеризується уніваріантною (одновимірною) реакцією на поглинений фотон. Уніваріантність полягає в тому, що поглинання фотону одиничним зоровим пігментом постає, як відгук однієї змінної на зміну інтенсивності світла. Фотопігмент відображає весь спектр видимого світла у вихідний сигнал однієї змінної – частоту (кількість) поглинання квантів світла [131].

В.Раштон відзначав, що коли зоровий пігмент поглинає фотон, то вплив на пігмент буде однаковим, незалежно від довжини хвилі фотону: «Вихідний сигнал фоторецептора залежить від його схоплення кванту [світла], але не від того, які кванти були схоплені»[131]. Тому, хоча фотони з довжиною хвилі λ=450 нм мають більше енергії, ніж з λ=750 нм, послідовність реакцій фотопігменту на поглинання фотону з λ=450 нм є такою ж самою, як і послідовність реакцій на фотон з λ=750 нм. Тож, фоторецептор, що є найбільш чутливим до зеленого світла, може генерувати однаковий вихідний нейронний сигнал на стимуляцію тьмяним зеленим або помаранчевим світлом.

Оскільки реакція одиничного фотопігменту не кодує жодної інформації про відносну спектральну складову світла, наш зір не в змозі розрізнити світло з різними спектральними розподілами[en] вночі. Однак уніваріантність не означає, що зоровий пігмент має однакову реакцію на всі світлові спектри, оскільки він максимально чутливий до конкретних довжин хвиль світла, і менш чутливий до інших, що й визначає спектральну чутливість фоторецептора. Але, відповідно з принципом уніваріантності, після поглинання всі кванти світла мають однаковий ефект на фоторецепторний вихідний сигнал[132][133].

Тож, фоторецептор постає як складний «лічильник фотонів», зміна вихідного сигналу якого залежить тільки від кількості поглинених фотонів, а вся інформація про енергію фотонів (довжину хвилі) втрачається. Як наслідок, фоторецептори сигналізують нижчестоячим нейронам сітківки та всій вищій зоровій системі лише частоту (кількість) поглинених фотонів, а не їх «кольори» (довжину хвилі). Оскільки зміна в частоті поглинання фотону зоровим пігментом може бути результатом або зміни довжини хвилі фотону, або зміни кількості падаючих фотонів (інтенсивності), то із вихідного сигналу одного фоторецептора нижчестоячі нейрони сітківки не в змозі визначити, чи варіація в частоті є наслідком зміни інтенсивності світла чи довжини хвилі. Із-за такого змішання кольору та інтенсивності, одиничні фоторецептори, - як палички, так і колбочки,- є «сліпими» до кольору[134].

Тому, відповідно з принципом уніваріантності, здатність сприймати колір (розрізнення на основі довжин хвиль) можлива тільки завдяки порівнянню нейронами сітківки та вищої зорової системи вихідних сигналів більше ніж одного типу фоторецепторів, що мають відмінні спектральні чутливості. Подібне порівняння можливе завдяки існуванню хроматичних пострецепторних нейронних шляхів, які розрізняють сигнали з різних типів колбочок (напр., L-M та [L+M]-S).

Фоторецепторна природа триколірного зору[ред.ред. код]

Можливість розрізняти світла з різними розподілами довжин хвиль залежить від того, чи має спостерігач щонайменше два типи зорових пігментів з відмінними спектральними чутливостями, λmax. Тільки за цієї умови спектральні кольори з різними довжинами хвиль дадуть різні співвідношення стимуляції двох фотопігментів, незалежно від загальної стимуляції (всього рівня освітлення).[134].

Наявність кольорового зору припускає, що тварина може залучати не тільки довжини хвиль, які відповідають максимальній чутливості (λmax) зорових пігментів , але й проміжні довжини хвиль світла, як і комбінації різних довжин хвиль, через використання співвідношень стимуляції відмінних фотопігментів у різних фоторецепторах[126].

Якщо активним є тільки один тип фоторецепторів, то в такому випадку зір буде одноколірним (монохроматним), тобто зведеним до одного виміру: два світла з будь-якою спектральною складовою можуть бути поставлені у точну відповідність одне одному через просте зіставлення їх інтесивностей. Подібна одноколірність характерна для зору більшості спостерігачів за нічних умов (при тьмяному світла), коли активними є тільки палички. У рідкісних випадках деякі люди є одноколірними й за умов яскравого денного освітлення, оскільки позбавлені колбочок (т.зв. «паличкова одноколірність») або мають тільки один з трьох типів колбочок («колбочкова одноколірність»). Зір є двоколірним (дихроматним), тобто зводиться до двох вимірів, коли активними є тільки два типи колбочок: світло з будь-якою спектральною складовою можна підігнати через поєднання двох інших світлових спектрів. Людей з двоколірним зором, залежно від того, який з трьох типів колбочок у них відсутній, прийнято розділяти на три класи: протанопи (відсутні L-колбочки), дейтеранопи (відсутні M-колбочки) і тританопи (відсутні S-колбочки). Більшість людей з нормальним кольоровим зором мають три класи колбочок і тому є триколірними (трихроматами), тобто мають три виміри кольорового зору[135].

Фототрансдукція[ред.ред. код]

Фоторецептори сигналізують нижчестоячим нейронам поглинання світла через перетворення поглиненого фотону в електричний сигнал. Цей процес, відомий як фототрансдукція, реалізується через складний каскад взаємодії молекул, що в кінці кінців призводить до гіперполяризції фоторецептора (у хребетних, тоді як у безхребетних – до деполяризації) , тобто до значної зміни його електричного потенціалу [136][137].

Темрявний струм[ред.ред. код]

Фоторецептори, як і інші нейрони, сигналізують інформацію шляхом зміни трансмембраного потенціалу. Однак, на відміну як від інших нейронів ЦНС, так і від фоторецепторів безхребетних, фоторецептори хребетних незвичні, оскільки темрява діє на них, як стимул. В темряві, до появи світла і початку фототрансдукції, мембранний потенціал фоторецептора є відносно деполяризованим і тому він неперервно вивільняє нейромедіатори (глутамат) , тоді як стимуляція світлом гіперполяризує мембранний потенціал [138][17]. На користь цього парадоксального феномену свідчать не тільки чисельні дані внутрішньоклітинних реєстрацій [139][140] [141] [142][143], а й виявлена висока частота зміни фоторецепторних синаптичних везикул в темряві [144].

За відсутності світлового стимулу, збалансований постійний потік катіонів із внутрішнього сегменту фоторецептору до зовнішнього сегменту (відомий, як темрявний струм; англ. dark current) підтримує деполяризацію трансмембранного потенціалу на рівні близько -40 мВ (значно більше, аніж інші нейрони, чий мембранний потенціал спокою близько -65 мВ). [145]. Величина темрявного струму в паличках (-34 пікоампер, пА) та колбочках (-30 пА) є майже однаковою в макак [146].

Вхідний струм, який переноситься катіонами натрію (Na+), протікає через регульовані циклічнний гуанозинмонофосфат[en] (цГМФ) канали (т.зв.регульовані циклічним нуклеотидом канали[en], ЦНР-канали)), які знаходяться в зовнішньому сегменті фоторецептору [147] [148]. Тоді як вихідний K+ (катіон калію) струм протікає через нерегульовані, вибіркові до K+ потенціал-залежні канали, які знаходяться у внутрішньому сегменті фоторецептору [149] [150] [151]. Тоді як вихідний K+ струм має тенденцію до гіперполяризації фоторецептора до рівноважного потенціалу для K+ (-70 мВ), то вхідний Na+ струм має тенденцію до деполяризації фоторецептора. Завдяки присутнім у внутрішньому сегменті фоторецептору в значній кількості Na+-K+ насосів, які викачують Na+ і вкачують K+, фоторецептор здатен утримувати сталу внутрішньоклітинну концентрацію катіонів, підтримуючи постійний темрявний струм[8].

В темряві концентрація цГМФ в цитоплазмі є високою, завдяки чому ЦНР-канали утримуються постійно відчиненими і уможливлюють постійний темрявний струм. Коли ж фоторецептор поглинає кванти світла, концентрація цГМФ зменшується, призводячи до закриття ЦНР-каналів і, як наслідок, до зменшення темрявного струму та гіперполяризації мембранного потенціалу, в такий спосіб ініціюючи процес зору[142][143] [152] [153].

Подібно до деяких інших сенсорних рецепторів, палички та колбочки не генерують потенціалів дії, але реагують на стимул (світло) через градуйовані зміни мембранного потенціалу [154].

В темряві палички споживають більше енергії, аніж під час стимуляції світлом, що обчислюється через частоту гідролізу аденозинтрифосфату (АТФ) за сек [155]. Це пов’язано з тим, що підтримка циркулючого темрявного струму потребує постійної активності залежних від АТФ Na+-K+ насосів [145]. Оскільки поглинання світла цілком придушує темрявний струм в паличках, то в темряві вони споживають більше енергії, аніж при світлові. Тоді як в колбочках споживання енергії в темряві таке ж, як і в паличок, але залишається високим навіть при світлі, оскільки в колбочках циркулюючий струм ніколи не зменшується, навіть коли світло знебарвлює понад 90% зорових пігментів [156][157].

Перетворення світла в нейронний сигнал[ред.ред. код]

Схема процесу фототрансдукції у фоторецепторі палички

Коли фотопігмент поглинає світло, то енергія фотону поглинається хромофором (ретиналем), конформаційний стан якого змінюється (ізомеризується) із вигнутої в пряму, із 11-цис-ретиналь в все-транс ретиналь, тим самим віддаючи свою енергію опсину, що призводить до зміни його конформації до напівстабільної – метародпосину ІІ [158]. Новий конфірмаційний стан опсину (метародопсин ІІ) активує трансдуцин (Gt) (гетеротримерний G-білок[en] фоторецептора), який в свою чергу активує фермент фосфодіестерази [en] (ФДЕ). Активована ФДЕ гідролізує циклічнний гуанозинмонофосфат цГМФ до ГМФ, який, на відміну від цГМФ, не є сигналізуючою молекулою [159].

В темрявновому стані (до ізомеризації ретиналю) цГМФ регулює відкриття іонних каналів, через які проходять іони натрію (Na+). Після гідролізу цГМФ фосфодіестаразою, концентрація цГМФ в зовнішньому сегменті зменшується, одночасно зменшуючи кількість відкритих ЦНР-каналів, через які проходить вхідний Na+-струм . Внаслідок закриття ЦНР-каналів, К+ катіони, виходячі із внутрішнього сегменту більше не збалансовуються Na+, входячим у зовнішній сегмент[8]. Порушений баланс катіонних струмів спричиняє повний вихідний електричний струм, відомий як фотострум, який збільшує трасмембранну різницю потенціалів, що гіперполяризацує фоторецептор. Гіперполяризація зменшує вивільнення його синапсом нейромедіатора глутамату, таким чином сигналізуючи нижчестоячим нейронам про схоплення фотону[158]. Тож, на відміну від інших нейронів, реакція на світло постсинаптичних до фоторецептора нейронів сітківки пов’язана не із збільшенням вивільнення рецептором нейромедіатора, а із зменшенням.

Внаслідок поглинання фотону ( γ) з певною довжиною хвилі, кон'югований хромофор ретиналь змінює структуру із вигнутої на випрямлену: 11-цис-ретиналь (вгорі) стає все-транс-ретиналем

Каскад фототрансдукції істотно підсилює сигнал, оскільки один фотон (і, відповідно, єдина ізомеризація) призводить до гідролізу ~105 молекул цГМФ [137]. Однак фототрансдукція так само ефективно зупиняє передачу сигналу, задля швидкої реакції фоторецептора на новий стимул.

Припинення сигналізування розпочинається із фосфорилювання активованого родопсину ферментом родпсинкінази[en], що призводить до зв’язування фосфорильованого родопсину з білком арестином[en]. В результаті цього опсинний комплекс втрачає все-транс ретиналь з арестином та фосфорилюється ферментом фосфатазою (PP2А) [158]. Як наслідок, іонні канали в зовнішніх сегментах відчиняються і фоторецепторний мембранний потенціал повертається до темрявного, деполяризаційного рівня. А все-транс ретиналь знов ізомеризується до 11-цис конфірмаційного стану, знову зв’язуючись з опсином і починає новий цикл фототрансдукції[159].

Класифікація фоторецепторів[ред.ред. код]

3D модель палички

Сітківка людини має чотири типи фоторецепторів (1 тип паличок і 3 типи колбочок), кожен з яких є найбільш чутливим до конкретного діапазону електромагнітного випромінювання [160].

Колбочки найімовірніше були першими фоторецепторами в еволюційній історії, а палички розвинулись пізніше, як результат трансмутації колбочок[62]. В цій самій послідовності (спочатку колбочки потім палички) формуються фоторецептори під час ембріологічного розвитку ока ссавців[161].

Палички, що відповідають за зір в темряві та при зоряному світлі, складають ~95% всіх фоторецепторів ссавців, мають тонкі довгі зовнішні сегменти, складені з окремих дисків, відокремлених від плазматичної мембрани і є в 1000 разів більш чутливими до світла, ніж колбочки[15]. Людська сітківка містить близько 100 млн. паличок[22]

Три типи колбочок, що відповідають за гострий зір при денному світлі, складають лише ~5% фоторецепторів, є більшими за розміром, мають коротші конусоподібні зовнішні сегменти, диски яких неперервно з’єднані з мембраною [22] [162]. Сітківка людини містить ~5 млн. колбочок [163]. Для порівняння, сітківка миші містить ~190 тис. колбочок, де вони складають 2,8% від всіх фоторецепторів [164].

Традиційно три типи колбочок, які відповідають за триколірний зір у людини та деяких мавпових, називались «сині», «зелені» та «червоні», припускаючи, що збудження даного типу колбочки визначало відповідне кольорове сприйняття. Однак така термінологія наразі вважається не коректною, оскільки кольорові назви не відповідають ні довжинам хвиль максимальної чутливості колбочок, ні кольоровим сприйняттям, які постають після збудження одиничних колбочок[17].

Натомість сьогодні загальноприйнятим є позначення колбочок як S-, M- та L-колбочки, залежно від тієї частини видимого спектра, до якої кожна є найбільш чутливою (від англ. Short-, англ. Middle- та англ. Long-wave sensitive, відповідно: коротко-, середньо- і довгохвильові колбочки)[165]. Хоча спектри поглинання фотопігментів S-, M- та L-колбочок значно перекриваються, їх довжини хвиль максимального поглинання (λmax) знаходяться в різних частинах видимого спектру: 420, 530 та 558 нм відповідно.[166]. Хоча фоторецептори можуть поглинати світло і на 50 нм більше чи менше від їх максимальних довжин хвиль, вони такі фотони поглинають менш сильно і тому їх реакція на світло спадає чим далі його довжина хвилі від оптимальної для даного фоторецептора довжини хвилі.

З точки зору властивостей зорових пігментів, в людини та ін. триколірних тварин доречно виділяти три, а не два типи фоторецепторів, оскільки колбочковий SMS1 пігмент настільки ж віддалено пов'язаний із колбочковими M/LWS пігментами, як вони із RH1 паличковим пігментом[167][165].

Типи паличок[ред.ред. код]

В більшості сітківок тварин наявний лише один тип паличок, і тільки земноводні мають два типи паличок[62].

«Зелені» та «червоні» палички земноводних[ред.ред. код]

а) Червоні та b) зелені палички жаби, у поданні Г.Швальбе, 1874

Подібно до інших хребетних, у земноводних наявні палички з родопсином Rh1, що має максимум поглинання з довжиною хвилі 500 нм (т.зв. «червоні палички»), які були описані ще Максом Шульце (1867 р.) в сітківці жаб. Однак 1874 р. німецький анатом Густав Швальбе[en] виявив [168], що дорослі жаби мають особливий з поміж інших тип паличок - т.зв. «зелені палички» (або «палички Швальбе»), в яких коротший циліндричний зовнішній сегмент (~5-8 мкм в діаметрі та 60 мкм в довжину[169]) та довший тонкий міоїд внутрішнього сегменту в порівнянні з «червоними» паличками. [170][171][172]. Максимум поглинання зорового пігменту зелених паличок 432 нм[173][174]

Назви цих паличок не пов'язані з їх спектральною чутливістю, а з притаманним їм кольором у препарованій тканині сітківки, коли їх розглядати під мікроскопом: у більшості земноводних зелені палички мають колір трави, хоча у вогняної саламандри їм притаманний блідий сіро-зелений колір[175]. Адаптовані до темряви червоні палички, подібно до інших хребетних, найбільш чутливі до жовто-зеленого світла, тоді як зелені палички – до фіолетового-синього (подібно до S-колбочок інших хребетних), пропускаючи зелений колір, звідси їх назва. [176] [177]. Хоча колір фотопігменту зелених паличок, виходячи з його спектру поглинання, повинен бути жовтим, під мікроскопом ці фоторецептори виглядають зеленими, можливо через поєднання оптичних властивостей зелених паличок (дуже тонкий міоїд внутрішнього сегменту неефективний для передачі жовтого світла [178]) та людського кольорового зору (із-за контрасту пігменту «зелених» паличок з багрянисто-червоним фоном родопсинових «червоних» паличок) [179].

У жаби леопардової зелені палички складають 8% всіх фоторецепторів, а червоні палички – 50% [180], тоді як у тигрової саламандри червоні палички складають 98,6% всіх паличок, а зелені – 1,4 %[181]. Подібно до міоїдів колбочок жаб, міоїд зелених та червоних паличок жаб витягується у відповідь на адаптацію до світла, щоб краще схоплювати падаючі фотони[172].

Колбочковий фотопігмент «зелених паличок»[ред.ред. код]

Зелені палички земноводних мають однаковий з S-колбочками опсин, тому сформований цим опсином пігмент («SWS2,P432», англ. Short-wavelength sensitive opsin of class 2) зелених паличок має ту саму спектральну чутливість, що й SWS1 пігмент S-колбочки[182][183][184]. Подібно до колбочкових пігментів, фотопігмент зеленої палички також руйнується (знебарлюється) за присутності гідроксиламіну [185] [186].

Хоча зелені палички та S-колбочки містять один і той же зоровий пігмент, у тигрової саламандри була виявлена унікальна з поміж усіх хребетних особливість: зелені палички та S-колбочки мають відмінні молекули трансдуцину (паличкову a-субодиницю трансдуцину в зеленій паличці та колбочкову а-субодиницю в S-колбочці), які активуються одним і тим же пігментом, однак це не впливає на світлову чутливість чи кінетику реакцій цих двох фоторецепторів[183] Тож, хоча морфологічно зелені палички є паличками, їх опсини є колбочковими, порушуючи усталений поділ фоторецепторів відповідно до їх морфології і прив'язку функції рецептора до його морфології. Оскільки вважається, що палички еволюціонували із колбочко-подібних фоторецепторів і родопсин еволюціонував із колбочкових пігментів SWS2[69][117], то характерні риси зелених паличок можуть свідчити про те, що ці фоторецептори є проміжною ланкою в еволюційній трансформації колбочок в палички. [183].

Іншою унікальною рисою зелених паличок земноводних є те, що їх подібний до S-колбочок опсин є надзвичайно стабільним[187]: зелені палички мають дуже малий рівень спонтанної теплової ізомеризації - <10-14сек-1 при 23°С[169]. З цього випливає, що SWS2 (колбочковий) пігмент зеленої палички земноводних спонтанно активується в середньому один раз кожні ~1014сек, тобто ~4000 років, що робить його найбільш стабільним із всіх відомих опсинів, включно з родопсинами[188], які з поміж всіх інших зорових опсинів мають найменший рівень спонтанної теплової ізомеризації (~0,01 сек-1)[189].

Зелені палички наявні тільки в земноводних і хоча мають схожу з паличками морфологію, для них характерна поведінка S-колбочок, тому ці палички розширюють діапазон чутливості S-колбочок і можуть бути залучені в трикольоровий зір, зокрема в розрізнення кольорів на мезопічному рівні освітлення та відповідати за інстинктивну, позитивну фототаксичну реакцію на синє світло, характерну для багатьох безхвостих [190][191]

Типи колбочок[ред.ред. код]

Cеред більшості видів тварин палички мають відносно однакову структуру, відрізняючись лише довжиною та діаметром зовнішніх сегментів. Тоді як колбочки характеризуються більшими відмінностями поміж різних видів.

Подвійні колбочки[ред.ред. код]

Мікрофотографія подвійних колбочок в сітківці риби (Волосаткові[en], лат. Hemitripteridae)

Якщо одиничні колбочки є характерними для більшості хребетних, то деякі з них мають окрім одиничних, також подвійні колбочки [en], як то птахи, плазуни, земноводні, кісткові ганоїди та костисті риби [62][192][193]. А в деяких груп костистих риб навіть були виявлені потрійні колбочки [194] [195].

Подвійні колбочки зазвичай складаються із двох відмінних колбочок, злитих разом в їх міоїдах внутрішніх сегментів та значно різняться розмірами[192]. Більша («основна») колбочка із подвійних колбочок часто має олійні краплини, тоді як менша («додаткова») містить великий параболоїд, хоча в різних видів присутні різні комбінації розмірів та структур подвійних колбочок.

Подвійні колбочки скоріш за все еволюціонував близько 350-400 млн. років тому і хоча вони наявні в сітківках майже більшості наземних хребетних (включаючи однопрохідні та сумчасті), він цілком відсутній в сітківках дводишних та плацентрарних ссавців, в тім числі в людини [48] [196].

Квадратна мозаїка подвійних колбочок[ред.ред. код]

В сітківці костистих риб подвійні колбочки організовані у характерну впорядковану мозаїку (у формі квадрату чи в ряд) [197] [198] [199]. Як правило, в квадратній мозаїці подвійні колбочки (найчастіше довгохвильові L-колбочки) формують сторони квадрату, а в центрі знаходиться одинична колбочка (короткохвильова S-колбочка), і одиничні колбочки (деякі чутливі до ультрафіолету) по кутах квадрату[200]. Хоча такий порядок колбочок варіюється і в одних костистих риб можуть бути відсутні центральні, а в інших кутові одиничні колбочки [193].

Для пояснення переваг квадратної мозаїки було запропоновано кілька гіпотез. Одні припускають, що така впорядкованість подвійних колбочок уможливлює краще виявлення руху швидкої жертви [197][198], тоді як відповідно до інших квадратна мозаїка також покращує кольоровій зір [193][199]. Однак наразі відсутні експериментальні дані, котрі б підтверджували переваги впорядкованої мозаїки у порівнянні із невпорядкованою для виявлення жертви костистими рибами.

Інші гіпотези припускають, що квадратна мозаїка може бути залучена для виявлення поляризованого світла шляхом поєднання ортогонально розміщених подвійних та ультрафіолетових одиничних колбочок, зокрема для орієнтації в підводних світлових полях лососевими рибами[201] [202]. Хоча який саме механізм відповідає за чутливість колбочок до поляризованого світла і в яких видів костистих риб, залишається предметом дискусій [203]. Класична модель припускає, що градієнти показників заломлення у внутрішніх сегментах подвійних колбочок можуть функціювати, як анізотропні поляризаційні хвилеводи, тому ці колбочки діють як аналізатор поляризації [204][205]. Однак нещодавні електрофізологічні дослідження подвійних колбочок зеленого сонцевика[en] не підтвердили подібне припущення для цього виду [206], а в іншому дослідженні середньохвильової колбочки із подвійних колбочок сітківки золотої рибки було виявлене ізотропне поширення поляризованого світла через внутрішні сегменти (осьовий лінійний дихроїзм) колбочок [207][203].

Морфологія та фотопігменти подвійних колбочок[ред.ред. код]

Подвійні колбочки характеризуються різноманіттям морфології та зорових пігментів. Дві половинки подвійних колбочок можуть мати різні розміри та містити однакові чи спектрально відмінні фотопігменти. Найбільше різноманіття подвійних колбочок виявлене в костистих риб [196], в яких дві половинки можуть бути: морфологічно ідентичними та містити однаковий фотопігмент (ідентичні «колбочки-близнюки»); морфологічно ідентичні, але спектрально відмінними пігментами (неідентичні колбочки-близнюки); морфологічно відмінні з ідентичними пігментами (ідентичні подвійні колбочки); морфологічно відмінні з різними пігментами (не ідентичні подвійні колбочки) [208] [209][199] [210].

В деяких видів риб між двома половинками подвійних колбочок існують електричні з’єднання через щілинні контакти і вони діють як один фоторецептор[211][212][213]. Ідентичні колбочки-близнята, в яких обидві половинки містять однаковий пігмент, через електричне з’єднання просто діятимуть, як відносно великий фоторецептор, що схоплює рідкісні фотони при низькому освітленні і тому зустрічаються у видів риб що живуть в глибоких, каламутних чи забруднених водах [214].

На відміну від примат, птахи мають окремі групи фоторецепторів для сприйняття кольору (чотири одиничні колбочки для чотирьоколірності) та яскравості світла, форми і руху (подвійні колбочки) [215]. В птахів подвійні колбочки складаються із однієї великої та однієї малої колбочки, які називаються «головними» та «додатковими», відповідно [62] і використовуються ними для виявлення руху, контурів, текстури та яскравості світла [216] [217] [218]. Дві половинки подвійних колбочок у птахів не є морфологічно ідентичними.

Також, на відміну від примат, птахи зберегли всі чотири класи колбочкових зорових пігментів: в подвійних та одиничних колбочках вони мають LWS пігмент, а Rh2, SWS1 та SWS2 в інших одиничних колбочоках [219]. В птахів, що активні в день, ~50% всіх колбочок становлять подвійні колбочоки, ~20% LWS- та ~20% Rh2-одиничні колбочки, і 10% - SWS1- та SWS2-колбочки [116].

Структура фоторецепторів[ред.ред. код]

Структура колбочки . — мембранні диски зовнішнього сегменту; 2 — мітохондрія; 3 — ядро; 4 — синаптичний термінал; 5 — з'єднувальна війка; 6 — зовнішній сегмент; 7 — внутрішній сегмент.

Морфологія та фізіологія фоторецепторів підсилює їх функцію, як світлочутливих клітин. Палички і колбочки є видовженими клітинами із сильно вираженою полярністю[en], які складаються із п’яти головних компонентів: зовнішній сегмент (ЗС), внутрішній сегмент (ВС), з'єднувального війка (ЗВ), ядра та синаптичного терміналу. ЗС локалізований на зовнішній або дистальній частині сітківці, в ньому схоплюються фотони та відбувається його перетворення в електричний сигнал в процесі фототрансдукції. ВС локалізований більш проксимально в сітківці і знаходиться під ЗС; в ньому містяться органели, відповідальні за синтез білків (комплекс Ґольджі та ендоплазматичний ретикулум) та регуляцію метаболічної активності (мітохондрія) клітини. Синаптичний термінал утворює контакт із цільовим нейроном фоторецептора. З'єднувальні війки сполучають ЗС із ВС, забезпечуючи перехід білків із ВС до ЗС.

Світло, після проходження шару нейронів у внутрішній сітківці, надходить до внутрішнього сегменту фоторецептора, звідки спрямовується до зовнішнього сегменту, де взаємодіє з фотопігментом. Реагуючи на світло фоторецептор генерує сигнали які пасивно поширюються вниз по його аксону (~75 мкм в довжину) до синаптичного терміналу в зовнішньому плексиформному шарі. Фоторецептор має відмінну від інших нейронів структуру синаптичного терміналу, який містить т.зв. синаптичну стрічку[en], яка сприяє неперервному вивільненню збуджу-вального нейромедіатора глутамату на нижчестоячі (біполярні та горизонтальні ) нейрони[17].

Зовнішній сегмент[ред.ред. код]

Структура палички. 1. Зовнішній сегмент. 2. З'єднуююча вйка. 3. Внутрішній сегмент, мітохондрії. 4. Клітинне тіло, ядро і синаптичний термінал

В кожному Фі знаходиться зоровий пігмент, родопсин, який розміщений в стопках мембранних дисків в паличко- та колбочко-подібному зовнішньому сегменті (ЗС) (показник заломлення в паличці - 1,41, в колбочці – 1,39), в якому присутні всі компоненти, потрібні для процесу фототрансдукції[11].

В 1860-х рр. М.Шульце описав загальну морфологію сітківки жаби та показав, що під впливом світла ЗС паличок розпадались на пластинки[220]. Використовуючи поляризаційний мікроскоп, В.Шмідт в 1930-х рр. зміг показати, що ЗС паличок були двозаломні, вказуючи на те що вони є високовпорядкованими, шаруватими структурами (ламелами), які складаються з ліпідів та білків [221]

В кінці 40-х початку 50-х рр., використовуючи електронний мікроскоп, відомий шведський фізіолог Фіртьоф Сьостранд[en] показав, що ЗС палички морської свинки дійсно були ламелами, чиї поверхні є 75 Å завтовшки [222][223] [224].

Подальші дослідження з допомогою електронного мікроскопу показали, що ЗС колбочок і паличок сітківок всіх хребетних складаються з двомембранних дисків (ламел), приблизно 250Å завтовшки, будучи відокремлені одна від одної водою, ферментами та розчинними солями. Товщина кожної з двох мембран диску варіюється від 50 Å до 75 Å. [225][226] [227][228][229][230]

Будова палички в сітківці ссавців

Циліндричні та конусоподібні зовнішні сегменти[ред.ред. код]

Для паличок характерні циліндричні ЗС, які в ссавців 1,2-2 мкм в діаметрі та 20-40 мкм в довжину, що коливається залежно від часу дня, інтенсивності світла та розміщення в сітківці [231][232]. Внутрішній об'єм ЗС палички, включаючи міждисковий та цитоплазматичний простір, складає 32×10-12 мл, тоді як цитоплазма заповнює 10×10-12 мл ЗС [231]. Відтак, цитоплазматичний простір, потрібний для процесу фототрансдукції, заповнює лише ~30% простору всередині ЗС палички, що свідчить про важливість внутрішніх мембранних структур для фототрансдукції.

Колбочки в сітківці ссавців мають більш циліндричний ЗС, тоді як в не ссавців для колбочок характерний конусоподібний ЗС , який є коротшим (маючи зазвичай половину довжини ЗС палички) із більшим діаметром в основі, що поступово звужується, набуваючи конусоподібної форми ближче до верхівки[233]. Так, ЗС колбочки миші ~1,2 мкм в діаметрі та 13 мкм в довжині [234]. В центральній ямці сітківки примат колбочки мають довші ЗС, ~45 мкм.

Структурні відмінності в зовнішньому сегменті між паличками та колбочками обумовлюють і їх функціональні відмінності. Оптика ока спрямовує промені світла вздовж майже прямої лінії від ВС до ЗС і далі вздовж ЗС. В прямих ЗС інтенсивність світла зменшується вздовж їх довжини: молекули зорових пігментів в основі ЗС поглинають фотони, тим самим зменшуючи кількість фотонів, доступних для зорових пігментів на верхівці ЗС, т.зв. ефект самоекранування (див. нижче) [235]. Внаслідок хвилевідної природи фоторецептора (див. нижче Фоторецептор, як хвилевід), конусоподібний ЗС зменшує ефект самоекранування, зберігаючи високу інтенсивність світла аж до місця знаходження зорового пігменту. Тому конусоподібний ЗС, поєднаний із специфічною геометрією ВС, покращує оптичну ефективність колбочок, дозволяючи ВС фокусувати світло на ЗС де воно ефективно взаємодіє з фотопігментом [235].

Мембранні диски[ред.ред. код]

Електронна мікрофотографія (A) зовнішнього сегменту палички та (B) мембранних дисків у зовнішньому сегменті

Палички та колбочки по-різному синтезують мембранні диски ЗС. Диски в ЗС колбочок не відокремлені від плазматичної мембрани, формуючи в ній складки, відкриті до позаклітинного простору, тоді як диски в паличках відокремлені від плазматичної мембрани і закриті від позаклітинного простору будучи відкритими тільки при війчастій основі ЗС[236][237]

ЗС палички ссавців має складну мембранну структуру, що розділяє цитоплазматичний простір майже на тисячу рівномірно відокремлених функціональних відсіків (дисків), накладених один на оден, з відстанню між ними в 30 нм[238]. Кожен диск є закритою структурою, що складається із двох сплюснутих мембран[231]. Такі диски організовують фототрансдукцію в окремі регіони, в яких поглинання одиничних фотонів перетворюється в електричний сигнал [239].

Відокремлені мембранні диски роблять фототрансдукцію більш ефективною, оскільки білки, залучені в початковий каскад трансдукції світлового сигналу є мембранозв'язаними (родопсин є інтегральним мембранним білком, а трансдуцин[en] та фосфодіестераза[en] прикріплені до мембранних дисків через ліпідні кріплення[en] [240]. Приєднання білків до мембрани підсилює та збільшує швидкість фототрансдукції, позаяк, замість трьох вимірів, дифузія білків обмежується двома.

Наявність великої кількості внутрішніх дисків уможливлює високу концентрацію мембрано-зв'язаних білків в ЗС палички. До прикладу , ЗС палички миші містить ~800 мембранних дисків, що заповнюють 50% об'єму ЗС, що істотно збільшує ймовірність поглинання фотонів [241]. Складені в стопку мембранні диски збільшують загальну мембранну поверхню в ~1500 разів у порівнянні із самою поверхнею плазматичної мембрани, що уможливлює розміщення величезної кількості зорових пігментів в ЗС[242].

Молекули родопсину, - яких в ЗС ~140 млн. і складають ~80-90% всіх білків в мембранному диску [17], - організовані у формі олігомерів вищого порядку і надзвичайно щільно розміщені в дискових ламелах (від 30 до 55 тис. молекул/мкм2, або 108 молекул/паличку) [243] [244][245][246]. Попри таку щільність, родопсин вільно переміщається в дисковій мембрані, завдяки чому він зустрічає і активує молекули трансдуцину для підсилення світлового сигналу[238]. В ЗС палички миші, що має 24 мкм в довжину і 1,4 мкм в діаметрі, ефективна концентрація родопсину в 3 ммоль збільшує ймовірність поглинання фотона, що проходить через ЗС, до 60%[247].


Іншими інтегральними мембранними білками фототрансдукції , які розташовані в дисках ЗС, є дві ізоформи[en] гуанілатциклази, RetGC1 та RetGC2, які є трансмембранними білками що перетинають мембрану однократно. Інші білки, що беруть участь у фототрансдукції (трансдуцин, фосфодіестерази 6, рековерин та білки-активатори гуанілатциклази (БАГЦ)) є периферійними[en] мембранними білками[236].

Окрім білків, які беруть участь у фототрансдукції, в ЗС наявні також спеціалізовані білки, які регулюють рух іонів із та в ЗС. Одним із таких білків є добре вивчені цГМФ-регульовані (ЦГР) катіонні канали в плазматичній мембрані ЗС. Через ці канали до ЗС проходять іони Na+ та Ca2+ в адаптованих до темряви паличок і колбочок. У паличок кальцій складає ~10% «темрявного струму», що переноситься ЦГР-каналами[248], а в К - ~20% і більше [249]. В паличках і колбочках Na+ викачується із ВС через натрій-калієвий насос. Такий потік іонів формує основу циркулюючого темного струму, більша частина якого переноситься натрієм. Ймовірність відкриття ЦГР каналу, що в свою чергу визначає розмір циркулючого струму, залежить від кількості вільних [цГМФ]. В темряві концентрація вільних [цГМФ] становить 3-4 мкмоль[250], при якій канал відкривається лише з ймовірністю 0,1-0,2 [251].

В плазматичній мембрані палички втікання Ca2+ через ЦГР канал балансується виведенням Ca2+ з допомогою Na+/Ca2+-K+ білка-обмінника (NCKX), завдяки чому внутріклітинний рівень Ca2+ зберігається на відносно сталому рівні [252].

Відновлення зовнішніх сегментів[ред.ред. код]

Для підтримки максимальної чутливості фоторецепторів до світла, ЗС відносно швидко відновлюються [253]. До прикладу, в фоторецепторах мишей, щурів та шпоркової жаби гладенької для відновлення ЗС потрібно до 10 днів. Однак відновлення ЗС у жаби леопардової триває понад 6 тижнів[254] [255][256].

Синтез нових дисків відбувається в основі ЗС паличок, а старі диски переміщаються до верхівки ЗС, з поверхні якого вони скидаються пачками (від 8 до 30 дисків) і врешті фагоцитуються пігментним епітелієм сітківки[257]. Оскільки ЗС палички містить ~140 млн. молекул родопсину, то кожна паличка повинна синтезувати ~10 млн. нових молекул родопсину на ЗС щодня, або півмільйона молекул на паличку щогодини[257].

У колбочках відбувається подібний до паличок процес відновлення ЗС, але оскільки диски колбочок не відокремлені від плазматичної мембрани, має місце змішання нових та старих компонентів мембранних дисків[257]. Відновлення дисків в колбочках також відбувається через включення нових компонентів та скидання і фагоцитоз частини мембрани ЗС[258][259][260].

Відновлення дисків ЗС відбувається в циркадний спосіб: в паличках синтез нових дисків відбувається перед світанком, а скидання вранці, коли зір переключається із паличок на колбочки; у колбочок навпаки – скидання дисків перед сутінками, а синтез вранці[261]Крім того, на відміну від паличок, колбочки зберігають їх форму через додаткові утворення складок в напрямку довжини ЗС, що дозволяє їм збільшити довжину за рахунок ширини[260].

Втрата зовнішніх сегментів в ховрахів[ред.ред. код]

Часткова чи повна втрата зовнішніх сегментів колбочок була виявлена у впадаючих в зимову сплячку ховрахів, чия сітківка мітстить ~85% колбочок [262].

В одних з перших досліджень впливу сплячки на сітківку ховрахів було показано, що після входження в зимову сплячку, зовнішні сегменти колбочок ховраха тринадцятисмугового ставали коротшими[263] чи взагалі зникали [264], а діаметр дисків зменшувався, однак без якого-небудь збільшення кількості фагосомів пігментного епітелію сітківки. Порівняно із ЗС колбочок, ЗС паличок ховраха не змінювались протягом сплячки [265].

Разом із змінами ЗС, змінювались також інші складові колбочки ховраха, що перебував у сплячці: зменшення кількості та довжини мітохондрії у внутрішньому сегменті, зниження кількості синаптичних везикул та синаптичних ніжок [263]. Часткове повернення до нормальної довжини ЗС у ховраха відбувалось через один тиждень після пробудження із сплячки, і закінчувалось повністю ще через тиждень [264]. Відновлення синаптичної морфології та мітохондрій відбувався скоріш, приблизно за 3 дні [263].


Внутрішній сегмент[ред.ред. код]

Внутрішній сегмент (ВС) фоторецептора - це тіло клітини, в якому містяться ядро, мітохондрія та ін. клітинні органели. Його анатомія спеціалізована для забезпечення високого рівня енергії та синтезу білків, необхідних для підтримки функціювання фоторецептора.

У колбочок ВС зазвичай більш об'ємисті із щільно упакованими в еліпсоїдному регіоні округленими мітохондріями, тоді як у паличок ВС містять менше мітохондрій, які є довшими та тоншими від колбочкових. Те, що колбочки мають більший ВС ніж палички пов'язане скоріш за все з їх більшими метаболічними потребами у порівнянні із паличками[236].

На відміну від ЗС, ВС паличок і колбочок не є шаруватими, але в них щільно упаковані мітохондрії. [226]

ВС прийнято ділити на дві частини: еліпсоїд та міоїд[15].

Еліпсоїд[ред.ред. код]

Еліпсоїд це віддалена частина ВС (ближча до ЗС), що містить щільно розміщені видовжені мітохондрії, які вирівняні по колу вздовж осі фоторецептора [266]. Діаметр мітохондріального еліпсоїда колбочок людини становить 2,5 – 5 мкм[267], тоді як, до прикладу, в черепах – 7 – 12 мкм[268], а в курей – 2-3 мкм [269].

В макак, колбочки містять в 9-10 разів більше мітохондрій ніж палички. В них мітохондрії складають 74-85% еліпсоїдів колбочок, та 54-66% еліпсоїдів паличок. Об'єм їх еліпсоїда з ексцентриситетом збільшується в 2,4 рази для паличок, та більше ніж в 6 разів для колбочок з ексцентриситетами до ~13 мм , в той час як об'єм ЗС є сталим для обох фоторецепторів [270]. Більша кількість мітохондрій в колбочці ніж в паличці є дивним, з огляду на те, що механізм фототрансдукції в них майже однаковий.

Метаболічні функції мітохондрій[ред.ред. код]

Мітохондрії у фоторецепторах виконують подвійну функцію. Як і в інших клітинах, у фоторецепторах вони виконують метаболічні функції, будучи генераторами аденозинтрифосфату (АТФ). Фоторецептори, зокрема їх ВС, характеризуються високим споживанням кисню [271] [272][273]. ВС колбочок мають інтенсивне гістохімічне фарбування цитохром с-оксидази[en] та відносно високе споживання кисню [274] [275]. Більшість з енергії, яка генерується у ВС колбочок, підтримує перекачування іонів натрію та обмін цГМФ [276] [277] [278]. В темряві, за відсутності світлового стимулювання, натрій-калієвий насос в плазматичній мембрані ВС характеризується надзвичайно швидкою активністю, потрібною для балансування великого потоку натрію через багато відкритих цГМФ-регульованих каналів в ЗС [155]

Крім того, мітохондрії еліпсоїда забезпечують високу частоту синтезу білків в міоїді ВС для забезпечення високого рівня фототрансдукції білків в ЗС. Так, ЗС палички містить до 5×107 молекул родопсину, із яких 10% фагоцитуються пігментним епітелієм сітківки з настанням світла кожного дня, тому для постійної підтримки кількості родопсину в ЗС, в еліпсоїді щодня синтезується до 5×106 молекул родопсину і переміщається до основи ЗС[236].


Оптичні функції мітохондрій[ред.ред. код]

Крім метаболічних функцій, фоторецепторні мітохондрії у ВС мають також і оптичні функції. Показник заломлення ВС та ЗС є вищим від показника заломлення проміжного середовища, завдяки чому у фоторецепторі є можливим повне внутрішнє відбиття, що обмежує світло в границях рецептора і він діє як хвилевід [279][280].

Еліпсоїд має вищий показник заломлення порівняно з іншими частинами фоторецептора, що обумовлено щільністю мітохондрій, які тому повинні виконувати також оптичні функції[281][282][283][205]. Завдяки вищому показнику заломлення, поперечна площа ВС, а не ЗС, визначає площу схоплення фотонів фоторецептора і дозволяє еліпсоїду спрямовувати світло до ЗС. Вимірювання подвійних колбочок зелених сонячних окунів (Lepomis cyanellus) виявили систематичні градієнти показника заломлення у ВС колбочок, який збільшується від 1,38 до 1,42 уздовж поздовжньої осі ВС[284].

Місце вздовж ВС, де поєднання конічної форми та збільшеного показника заломлення порівняно з позарецепторним простором, ініціює хвилевідність в напрямку ЗС і визначається, як оптична вхідна апертура фоторецептора. В колбочках центральної ямки людини апертура добре корелює з розташуванням мітохондрій, за винятком колбочок в середині центральної ямки, в яких апертура є ближчою до зовнішньої пограничної мембрани [285][235].

Оптичні, більш ніж метаболічні, функції фоторецепторних мітохондрій дозволяють пояснити відмінність між кількістю мітохондрій у ВС паличок та колбочок (особливо периферійних) сітківок людей та мавп. Їх широкі та конічні ВС, у порівнянні з вузькими та широко розставленими ЗС, можуть сприяти у схопленні та спрямуванні світла до фотопігменту в ЗС [270]. На відміну від мавп та людини, різниця між діаметрами ЗС та ВС паличок і колбочок сітківок мишей та кішок не така значна, тому між ними і менша різниця в кількості мітохондрій та метаболічній активності, що вказує на меншу важливість еліпсоїдних мітохондрій колбочок для хвилевідних властивостей>[286].

Найбільш очевидними оптичні властивості мітохондрій фоторецепторів є в тупаєподібних та землерийок, чиї колбочки містять поряд з меншими мітохондріями кілька великих мітохондрій («мегамітохондрій»), що мають нерегулярні крісти і діють як мікролінзи, підсилюючи оптичні функції колбочок[287][288]. Такі великі мітохондрії могли з'явитись як заміщення олійних краплин [en], які були в пращурів тупаєподібних. Середній показник заломлення ізольованого ВС колбочки малайської тупайї (Tupaia belangeri) вищий (1,405), ніж будь-якого іншого вивченого ссавця[287].

Вивчення мітохондріальних еліпсоїдів ВС одиничних колбочок курки (‘’Gallus gallus domesticus’’) показало, що у фоторецепторів птахів еліпсоїди слугують не для покращення схоплення світла, а скоріш для зменшення погіршення оптичних функцій фоторецептора через розсіяння світла по ньому[269]. У колбочок птахів еліпсоїд має ту саму ширину, що й олійна кольорова краплина і змінює апертурний кут[en] фоторецептора, тому незначним чином покращує передачу світла від ВС до ЗС[289].

В деяких ящірок та міногових найближчі області еліпсоїдів колбчок містять скупчення збільшеного ендоплазматичного ретикулуму, відомі як «заломлюючі тіла», які виконують функцію збирання та спрямування світла[290][291].

Міоїд[ред.ред. код]

Частина ВС фоторецептора, ближча до тіла клітини, називається міоїд і містить вільні рибосоми, шорсткий ендоплазматичний ретикулум (ШЕР) та комплекс Ґольджі, які відповідають за синтез білків у фоторецепторі [253].

Термін міоїд був запозичений із схожої області фоторецепторів земноводних, яка містить скорочувальну структуру, що відповідає за рух ЗС колбочок для їх орієнтування [292]. На відміну від земноводних, міоїд ВС людини не може скорочуватись, хоча вісь ВС та ЗС зорієнтована на вихідну зіницю[en] ока, в такий спосіб збільшуючи ймовірність схоплення світла фоторецептором [293].

Із фоторецепторного ядра в ШЕР транспортуються матричні РНК, де транслюються на рибосомах в білки опсинів, які комплексом Ґольджі пакуються в маленькі везикули. Ці везикули транспортуються до з'єднуючого війка і потрапляють до ЗС, де включаються в мішки та плазматичні мембрани[15].

У деяких видів міногових (геотрія (Geotria australis)), ящірок (Ctenophorus ornatus) та рогозуба, міоїд колбочк та колбочко-подібних фоторецепторів цілком містить жовтий/помаранчевий пігмент, який подібно до олійних краплин, діє як спектральний фільтр, поглинаючи довжини хвиль світла нижче ~500 нм [291] [290][294][295]. У пращурів геотрії ці жовті міоїдні пігменти скоріш за все еволюціонували, як адаптація до харчування на поверхні морських вод, де на їх очі постійно впливають шкідливе (з високою енергією) короткохвильове світло[296]. Крім того, фільтр поглинаючий короткі хвилі може також запобігти фотостимуляції β-діапазону[en] фотопігментів та звузити спектральну чутливість різних типів колбочок, зміщуючи пік їх чутливості і тим самим покращуючи розрізнення кольорів [297] [298].

З'єднувальна війка[ред.ред. код]

Структура з'єднувального війка

Внутрішній сегмент фоторецептора поєднаний із зовнішнім сегментом через тонкі нерухомі з'єднувальні війки (0,3 мкм в діаметрі), що є єдиним фізичним з'єднанням між ЗС та ВС. На відміну від рухомого війка, аксонема з'єднувального війка не має двох мікротрубочок в центрі і тому, ближче до основи, має структура мікротрубочок 9×2+0. Далі від основи війка і через більшу частину ЗС дублети мікротрубочок переходять в структуру 9×1+0 синглетів-мікротрубочок[299][300].

Через з'єднувальні війки відбувається потік величезної кількості ліпідів та білків із ВС, де вони синтезуються, до ЗС, де беруть участь у фототрансдукції чи підтримці функціювання ЗС. Щохвилини до 2 тис. молекул транспортується із ВС до ЗС[301].

Ядро[ред.ред. код]

Структура ядра в паличках різних тварин у поданні німецького анатома Альфреда Шапера, 1899 (знизу вниз: Людина, кішка, свиня і акула). У ядрі палички кішки чітко помітні різні шари хроматину, які Шапер вважав артефактом

Ядра паличок та колбочок формують зовнішній ядерний шар сітківки хребетних. У колбочці ядро міститься у внутрішньому сегменті, тоді як в паличці ядро знаходиться в клітинному тілі, відокремленому від внутрішнього сегменту зовнішнім волокном[302]. Ядро паличок та колбочок характеризується високим рівнем транскрипції, оскільки мембранні диски зовнішніх сегментів неперервно оновлюються, тому фоторецептори функціюють як свого роду Апокринні залози з високою активністю[303].

Клітинні ядра відмінні в паличок та колбочок [302]. Ядро палички більш округле, відносно мале і характеризується розміщенням гетерохроматину в одне щільне скупчення (хромоцентр), яке виглядає більш темнішим коли забарвлене нуклеофільним фарбуванням [286]. Ядро колбочки є відносно великим та овальним, часто формуючи єдиний шар, що проникає до зовнішньої пограничної мембрани [236]. Колбочкові ядра характеризуються великою кількістю еухроматину і менше гетерохроматину, який організований в кілька невеликх скупчень і тому ці ядра мають менш інтенсивне контрастне фарбування[304][305].

Перевернуте ядро палички[ред.ред. код]

В більшості еукаріотних клітин пакування хроматинових ниток має дві форми: 1) еухроматин (не щільна, відкрита форма із активними генами), що знаходиться ближче до ядра, де проходить більша частина транскрипції; та 2) гетерохроматин (ущільнена форма), що часто скупчений довкола ядерець та на периферії ядра і містить транскрипційно неактивні ділянки геному[306][307]. На відміну від цієї усталеної архітектури ядра, в паличках мишей була виявлена незвична перевернута архітектура ядра: гетерохроматин тут зосереджений в центрі ядра, тоді як еухроматин і фактори транскрипції знаходяться на периферії, де в інших ядер гени не представлені [303]. Така архітектура ядер паличок має важливі функціональні наслідки для нічного зору ссавців, наділяючи їх оптичними властивостями.

При народженні (післяпологовий день P0) палички миші мають звичну для інших еукаріотних клітин архітектуру ядра, але після закінчення проліферації клітин (P5) та відкриття очей (P13) їх ядра набувають перевернуту архітектуру, яка остаточно оформлюється через місяць опісля народження. Аналіз ядра паличок сітківок інших нічних ссавців також виявив перевернуту ядерну архітектуру та її стійку кореляцію з концентрацією паличок і співвідношенням паличок до колбочок[303].

У більшості ссавців, що ведуть денний способі життя, перевернутої організації ядра палички не було виявлено[303]. Винятком є денні лемури – сіфака (Propithecus) та лемур звичайний (Eulemur fulvus), палички яких мають перевернуту архітектуру ядра[308]. Цей виняток може бути пояснений з урахуванням останніх поведінкових досліджень, які показали, що денні лемури насправді ведуть змішаний спосіб життя[en], будучи активними в день і вночі[309]. З іншого боку, ядро палички корови має проміжну архітектуру: гетерохроматин знаходиться в центрі і поширюється на периферію, що може свідчити про перехід від перевернутої ядерної архітектури до традиційної, обумовлений скоріш за все адаптацією корів від нічного до денного способу життя після одомашнення [303]. І навпаки, паличкові ядра нічної мавпи характеризуються переходом від усталеної архітектури хроматину до перевернутої, оскільки мають хроматин як на периферії (усталена архітектура), так і в центрі ядра (перевернута архітектура), де він є хромоцентром[308]. Подібна перехідна форма свідчить про повернення нічних мавп від денної активності до нічної, яку вели пращури примат. Унікальною є сітківка активних в ночі довгоп'ятових, в якій, подібно до інших нічних ссавців, менша загальна щільність колбочок, однак присутня характерна для денних примат центральна ямка і їх паличкові ядра мають усталену архітектуру паличкового ядра, що різнить їх з поміж всіх інших нічних ссавців[308]. Чому довгоп'ятові зберегли усталену архітектуру ядра, - попри те що значно давніше адаптувались до нічного життя (~40-45 млн. років тому), аніж нічні мавпи (~5-19 млн. років тому), - наразі залишається незрозумілим.

Оптичні властивості перевернутого ядра[ред.ред. код]

FDTD модель розсіяння світла ядрами з різною архітектурою. Еухроматин (внизу) на малюнку має світліший зелений колір, ніж гетерохроматин. Ліворуч- усталена архітектура ядра без гетерохроматину, в центрі - дифракція плоскої хвилі щілиною, праворуч - перевернуте ядро (гетерохроматин в центрі, еухроматин - ззовні). Тільки останнє проявляє фокусуючу поведінку (див. зону високої інтенсивності позаду перевернутого ядра).Лінійна кольорова шкала показує колірний код для інтенсивності світлового поля, нормалізований до падаючої інтенсивності світла.

Перевернуті ядра впливають на оптичні властивості паличок, оскільки ці ядра мають нижчий показник заломлення на периферії і вищий, хоч і однорідний, показник заломлення в центрі, де скупчений гетерохроматин. Подібна різниця показників заломлення значно зменшує розсіяння ядром рідкісного в ночі світла та покращує його фокусування для проходження до зорового пігменту в зовнішньому сегменті фоторецептора, поліпшуючи нічний зір[303].Формування перевернутого ядра в паличці миші в перший місяць після народження відповідає значному скороченню ефективної фокусної відстані ядра із ~27 мкм новонародженої миші до ~12 мкм в дорослої миші [310].

Перевернута організація паличкового ядра свідчить про те, що воно, подібно до інших сегментів фоторецептора, еволюціонувало для оптимізації проходження світла через перевернуту сітківку до зорового пігменту фоторецептора. На користь цього свідчать числові моделювання поширення світла через перевернуті ядра паличок з допомогою скінченно-різницевого методу в часовій області (FDTD) в двох [303] та трьох вимірах [311]. FDTD-моделювання вказує на те, що перевернуті ядра функціонують подібно до збиральних лінз для проходячого світла, тоді як ядра з усталеною організацією постають, як дифракційно-подібні перешкоди поширенню світла до зовнішнього сегменту палички [310].

Завдяки округлій формі та оберненій організації хроматину, перевернуте ядро палички володіє центральною симетрією і оптичні властивості паличкового ядра відокремлені від його просторової орієнтації. Тому перевернуте ядро не тільки більш ефективно фокусує світло у паличці, аніж усталене ядро, але й зберігає свої фокусуючі властивості незалежно від його орієнтації. Ці характеристики перевернутого паличкового ядра мають важливі наслідки для зовнішнього ядерного шару, в якому знаходяться клітинні тіла паличок і який в нічних ссавців значно товстіший ніж в денних. В зовнішньому ядерному шарі паличкові ядра розміщені в 6-8 шарів і згруповані у вертикальні колонки, вирівняні таким чином, що знаходяться приблизно на одній лінії з проходячим світлом[286][303]. Моделювання з використанням FDTD-методу показало, що організація перевернутих ядер паличок в колонки зменшує розсіяння світла і забезпечує (подібно до центральної ямки) ефективний оптичний шлях через всю сітківку нічної тварини[311][310]. Крім того, зменшення розсіяння в колонках перевернутих ядер паличок стійке до нерегулярностей колонок. [303].

Відносна товщина зовнішнього ядерного шару може бути причиною перевернутої архітектури паличкового ядра нічних ссавців, яка дозволяє в такому потовщеному шарі зменшити розсіяння фотонів і збільшити ймовірність їх схоплення фотопігментом в зовнішньому сегменті палички. Крім того, округла форма перевернутих паличкових ядер з їх центральною симетрією уможливлює фокусування світла без необхідності їх впорядкованого розміщення в зовнішньому ядерному шарі[310].

Оберненість сітківки і необхідність проходження світла через її клітинні шари перш ніж воно досягне зорового пігменту, вказує на те, що оптичні властивості фоторецепторів та їх складових не менш важливі, ніж їх фізіологічні функції.

Аксонний термінал[ред.ред. код]

В результаті поглинання фотону фоторецептором у його зовнішньому сегменті запускається каскад фототрансдукції, що призводить до градуйованих змін трансмембранного потенціалу зовнішнього сегменту, який електротонічно[en] поширюється до аксонного терміналу, звідки передається іншим нейронам двома способами. Один спосіб – через електричні синапси: пасивне перенесення електричного потенціалу до прилеглих фоторецепторів через внутрішньоклітинні з’єднання (щілинні контакти) з низьким опором. Другий спосіб – через хімічні синапси: зміни мембранного потенціалу на аксонному терміналі міняють внутрішньоклітинну концентрацію іонів кальцію Са2+ та регулюють частоту злиття синаптичних везикул із плазматичною мембраною і вивільнення нейромедіатора (глутамату) на постсинаптичні нейрони сітківки другого порядку[19].

Ніжки і сферули[ред.ред. код]

Аксонний термінал фоторецепторів розгалужується в зовнішньому сітчастому шарі сітківки. Аксонний термінал паличок називається сферулою (від лат. spherule = мала сфера), колбочок -ніжкою (лат. pedicle = мала нога)[312]. У сітківці ссавців, периферійні колбочки мають значно більші ніжки (можуть мати понад 50 синаптичних щілин), аніж колбочки в центральній ямі і залежно від розташування в сітківці, можуть мати діаметр від 5 до 8 мкм[313]. У сітківці примат, поблизу центральної ями, аксони багатьох колбочок групуються радіально таким чином, що ніжки формують кільцевий масив довкола центру.[314]

Синаптична стрічка[ред.ред. код]

Більшість нейронів ЦНС кодують інформацію через зміну в частоті потенціалу дії. Однак фоторецептор повинен передавати сенсорну інформацію про широкий динамічний діапазон інтенсивностей світла, коли найменші зміни в інтенсивності стимулу повинні генерувати явні зміни у вивільненні нейромедіатора. Тому фоторецептори кодують інформацію не через потенціали дії, а шляхом постійного тонічного вивільнення нейромедіатора глутамату. Це дозволяє їм неперервно змінювати синаптичні вихідні сигнали залежно від градуйованих змін в інтенсивності світла, вивільняючи від одного до сотень везикул за секунду [10]. .

Високий рівень вивільнення глутамату фоторецепторами обумовлений присутністю в їх аксонному терміналі спеціалізованої синаптичної структури – «стрічки»[en] англ. ribbon synapse, що є місцем вивільнення глутамату й складається із білка RIBEYE [315]. Стрічка зв’язує глутаматергічні везикули і діє подібно до конвеєрної стрічки, щоб піднести везикули до синаптичної активної зони, де вони зливаються з плазматичною мембраною для вивільнення глутамату в синаптичну щілину. Стрічка не прямо приєднана до плазматичної мембрани, а через «дугоподібну щільність» – електрон-щільну мережу білків, прикріплену до плазматичної мембрани. [316].

В ссавців сферули паличок містять тільки одну стрічку (30-35 нм в товщину), тоді як ніжки колбочок містять декілька стрічок, чия кількість варіюється між видами [317][286]. Так, ніжки колбочок миші містять ~10 стрічок[318], а ніжки ховрахів можуть містити навіть 15 і більше стрічок[319]. Ніжки колбочок примат можуть містити 20 стрічок в центральній ямі сітківки, та 42 на периферії[320]. Така множина стрічок в кожній ніжці колбочки дозволяє передавати вихідний колбочковий сигнал багатьом класам колбочкових біполярних нейронів[321].

Інвагінуючі та базальні синаптичні з'єднання між колбочками та біполярними нейронами

Колбочки формують із постсинаптичними нейронами два спеціалізовані контакти – стрічкові (інвагінуючі) та плоскі (базальні) [11] . Із деполяризуючими (ON-) біполярними та горизонтальними нейронами колбочки формують стрічкові синапси, коли дендрити заглиблюються у ніжку колбочки. Із гіперполяризуючими ( OFF-) біполярними нейронами колбочки формують плоскі контакти, коли дендрити біполярів торкаються основи ніжки колбочки[312] [322] [323].

Одна колбочка може формувати контакти із дендритами 10-12 біполярних нейронів та багатьох горизонтальних клітин, тому в заглибленні ніжки колбочки може бути вміщено до 200 відростків постсинаптичних нейронів, що робить ніжку чи не найскладнішою синаптичною структурою ЦНС[313]. Однак є і відхилення від вищеописаного правила синаптичних зв’язків між колбочками та біполярними нейронами. Нещодавно відкритий новий тип колбочкових біполярних нейронів (XBC) [324], які скоріш за все є ON-біполярами [325] [326], має нечисельні і переважно не типові, базальні контакти з колбочками [327]. Крім XBC, було виявлено що й інші типи колбочкових біполярних нейронів (5T, 5O та 8) мають менше контактів із колбочками, аніж вони повинні мати, виходячи з розміру їх дендритного поля. В середньому, вони мають контакт з менш ніж однією колбочкою, хоч на відміну від XBC, й формують типові, інвагінуючі синапси.

Аксони паличок також формують синапси як із одним типом деполяризуючих біполярних нейронів, так і з горизонтальними нейронами. Однак, на відміну від колбочок, сферули, які мають тільки одну стрічку, контактують лише з двома дендритами біполярного та двома дендритами горизонтального нейрону [327] .

Оскільки фоторецептори, за відсутності світлового стимулу, безперервно вивільняють глутамат, то спеціалізовані синаптичні стрічки призначені для підтримки високої частоти надходження Са2+ і відтак високого рівня вивільнення. До прикладу, палички повинні відокремити із фонового теплового шуму (виникає через спонтанний розпад молекул фотопігменту) та стохастичного вивільнення нейромедіатора, коротку і слабку гіперполяризацію мембрани, що сигналізує поглинання одиничного фотона [328][329]. Для цього потрібно мінімізувати фонові коливання шляхом утримання високої частоти стійкого вивільнення глутамату у темряві. Вважається, що сферула палички, яка має діаметр 2 мкм та містить дуже велику синаптичну стрічку, є спеціалізованою для підтримки такої високої частоти вивільнення нейромедіатора[330].

Сферула має єдине заглиблення, що вміщує чотири відростки – два від горизонтальних нейронів і два від дендритів паличкових біполярів, завдяки чому постсинаптичні відрости знаходяться близько до місця вивільнення глутамату, унеможливлюючи його переливання на сусідні палички[312] [331]. Ці анатомічні особливості паличкових сферул істотно зменшують коливання сигналів паличок, уможливлюючи надійне виявлення реакцій на одиничні фотони[332][333].

Фоторецепторні синапси також мають ряд молекулярних відмінностей від інших синапсів в нервовій системі. Синаптичні стрічки не містять синапсинів[en], - білків, що регулюють вивільнення нейромедіаторів в синапсах інших нейронів [334]. На відміну від більшості нейронів, екзоцитоз та вивільнення нейромедіатора у паличках та колбочках регулюють потенціалзалежні кальцієві канали L-типу Cav1.4 (складені із α1F та α1D субодиниць, відповідно) та цГМФ-регульовані канали в колбочках[335][336][337]. Крім того, замість синтаксину 1[en], що здійснює злиття везикул із цитоплазматичною мембраною, в синаптичних стрічках присутній синтаксин 3 [338].

Регулювання вивільнення глутамату[ред.ред. код]

Тонічна[en] деполяризація фоторецепторів за відсутності стимулу може призводити до зниження чутливості (десенсибілізації) багатьох типів іонних каналів, викликати в мембранному потенціалі осциляції з частотою 3-4 Гц та переповнити ВС іонами кальцію [339] . Стійке регулювання вивільнення глутамату залежно від змін мембранного потенціалу здійснюється через розміщений близько до активної зони в сферулі та ніжці потенціал-залежний кальцієвий канал L-типу (Cav1.4[en]. Через цей канал відбувається входження Ca2+, а відтак і регулювання нейромедіаторного вивільнення. На ці Ca2+ L-типу канали не діє потенціал- чи С2+-залежна десенсибілізація, тому вони можуть підтримувати неперервне вивільнення глутамату за відсутності стимулу[340][341] .

В сферулах паличок Cav1.4 канали пов'язані із кальцій-зв'язуючим білком 4 (англ. CAlcium-Binding Protein 4; CABP4), модуляція яким зміщує потенціал-залежну чутливість Cav1.4 каналу до більш гіперполяризованих мембранних потенціалів. Завдяки цьому Cav1.4 канали модулюються по всьому фізіологічному діапазону потенціалу палички[342].

Міжрецепторні електричні з’єднання[ред.ред. код]

Окрім з’єднань між фоторецепторами та постсинаптичними нейронами через хімічні синапси що формують первинний шлях передачі рецепторних сигналів, існують також з’єднання між самими фоторецепторами через електричні синапси, які забезпечують вторинний шлях для рецепторних сигналів [343] [344] [345].

Прямі міжрецепторні контакти спершу були показані (1958 р.) між аксонами колбочок та паличок в зовнішньому сітчастому шарі сітківки морської свинки [346]. Згодом схожі контакти між відростками паличок і колбочок та колбочка-колбочка були виявлені в сітківці голуба, людини, макаки та вивірки сірої [347][348][349][350].

В серії анатомічних та фізіологічних досліджень було переконливо показано, що в основі електричних міжрецепторних з’єднань є щілинні контакти між синаптичними терміналами сусідніх фоторецепторів, завдяки яким здійснюється двонаправлена пряма передача сигналів між прилеглими рецепторами[351][352][353] В колбочках щілинні контакти найчастіше знаходяться на закінченнях дуже тонких відростків, телодендрій[en], які відходять від основи аксонних ніжок та формують контакти з сусідніми колбочками[354] [343]. Контакти між телодендріями прилеглих колбочок формуються через конексинні[en] (Cx36) канали щілинних контактів, завдяки яким колбочки є електрично поєднаними[355][356]. Ближче до центральної ями сітківки хребетних, аксонні ніжки колбочок щільно розміщені одна до одної та поєднані через телодендрії, які розходяться в бік від аксонних терміналів[350][357][353].

Аксонні закінчення паличок ссавців не мають телодендрії , але з ними контактують телодендрії із аксонних закінчень колбочок [356]. Одна сферула палички може містити від 3 до 5 щілинних з’єднань від телодендрій прилеглої колбочки і одна ніжка колбочки може мати до 10 контактів із сусідніми паличками [358].

Завдяки електричному міжрецепторному поєднанню зміна в потенціалі одного фоторецептора може поширитись на прилеглі фоторецептори. Вплив щілинних контактів на електричну активність одиничних фоторецепторів вперше був показаний на прикладі колбочок сітківки черепахи, які були освітлені малими (радіус 4 мкм) і великими (радіус 70 мкм) точками світла з однаковою інтенсивністю [359]. Тоді як мала точка освітлювала лише одну колбочку, велика освітлювала також сусідні колбочки. Як наслідок, освітлення більшими точками світла призводило до більшої гіперполяризації колбочок, аніж меншими точками. Відтак, рецептивні поля колбочок виявились значно більшими, аніж їх діаметри: одинична колбочка проявляла гіперполяризацію у відповідь на освітлення колбочок, що знаходились на ~40 мкм від неї. Також через пропускання струму через одну колбочку, можна було зафіксувати зміну потенціалу на сусідній колбочці [360].

Подібний феномен впливу рецепторного поєднання на потенціал клітини був відкритий і в паличках, які однак мали ширшу за площею просторову сумацію (напр., до 200 мкм в кайманової черепахи) та сильніше електричне поєднання[153][361][362][363] [364]. В експерименті, метою якого було виявити реакцію палички жаби на одиничний фотон, на її сітківку були спрямовані розсіяні спалахи світла з такою інтенсивністю, що кожна паличка в середньому повинна була поглинати фотон у ~70% випадків [365]. Якби палички були ізольовані, то реакція палички на такі стимули повинна була б бути надзвичайно мінливою. Однак реєстрація активності палички з допомогою внутріклітинних мікроелектродів виявила, що реакція одиничної палички на серію спалахів була менш мінливою, аніж передбачається пуассонівським розподілом реакцій на поглинання одиничних фотонів. Коли, до прикладу, інтенсивність стимулюючих спалахів світла була такою, що в середньому 1,4 молекул родопсину на фоторецептор повинні були знебарвитись, то пуассонівський розподіл передбачає, що ~25% спалахів не знебарвлять жодної молекули родопсину, 35% знебарвлять 1 молекулу, 24% - дві, 16% - три чи більше. Однак реєстрована гіперполяризація палички потрапляла у вузький діапазон від 440 до 660 мкВ, реагуючи на спалахи навіть тоді коли вона не поглинала жодного кванту світла і в її зовнішньому сегменті не було знебарвлено жодної молекули родопсину. Ці результати однозначно свідчили, що паличка отримує сигнали від сусідніх паличок і тому впливи від одного фотону усереднюються в понад 100 паличок[365] . Крім того, щонайменше 85% реакції, реєстрованої в одиничній паличці жаби спричинені реакціями на знебарвлення молекул родопсину в 8 - 9 тис. сусідніх паличках з площею поширення до 0,5 мм2[366].

Крім міжрецепторних контактів на рівні аксонних терміналів, існують також контакти на рівні внутрішніх сегментів, що були виявлені між фоторецепторами деяких земноводних [367][368]. Також, окрім електричних міжрецепторних контактів, існують хімічні контакти між прилеглими фоторецепторами. Це можуть бути з’єднання аксонних терміналів двох рецепторів на рівні синаптичної стрічки [369], або ж проникнення телодендрії із аксонного терміналу однієї колбочки в заглиблення аксонних терміналів прилеглих колбочок, де вони формують контакти, як на рівні синаптичної стрічки, так і базального синапсу[370][371].

З’єднання між колбочками[ред.ред. код]

Зазвичай, великі щілинні з’єднання зустрічаються тільки між рецепторами одного типу, тому з’єднання колбочка-колбочка чи паличка-паличка є більшими, ніж з’єднання колбочка-паличка, що є значно меншими [351][372][373]. До прикладу, в сітківці примат середній розмір конексинних бляшок (сукупність до тисячі каналів одного щілинного контакту ) щілинних контактів між червоними/зеленими колбочками складає 0,28 мкм2, між синіми колбочками – 0,21 мкм2, а між колбочкою та паличкою - 0,12 мкм2. [356].

З іншого боку, існують переконливі свідчення електричних з’єднань між спектрально різними фоторецепторами, як червоними та зеленими колбочками в сітківці примат, що виражається в близькості їх спектральних кривих поглинання [374][375][356]. Червоні та зелені, але не сині, колбочки невибірково поєднані (зелені з зеленими, червоні з червоними, червоні з зеленими) через конексинні (Cx36) щілинні контакти, із середньою провідністю ~650 пікосименс (пСм), завдяки чому можлива ефективна передача зорових сигналів. Хоча таке невибіркове з’єднання призводить до злиття сигналів про колір, а відтак і до незначного розмиття спектрального розрізнення між колбочками, це компенсується збільшенням у розрізненні яскравості стимулу. Разом з тим, зелені/червоні колбочки формують значно менше електричних контактів з паличками[374].

Сині колбочки мають менші ніжки ніж червоні/зелені колбочки, тому їх телодендрії рідко торкаються прилеглих колбочок та не формують з ними електричні контакти[376]. Більшість з’єднань через щілинні контакти сині колбочки формують із сферулами сусідніх паличок[356]. Тому сині колбочки залишаючись відносно ізольованими в мозаїці колбочок, що виражається у віддаленості їх спектральної кривої поглинання від кривих зелених та синіх колбочок. [375][374] Через відсутність з’єднань між синіми колбочками та їх розріджену мозаїку, сині колбочки завжди оточені кільцем протилежних колбочок. Однією з причин подібної електричної ізоляції синіх колбочок може бути необхідність унеможливити значне погіршання в дискримінації кольорів [377].

З’єднання між паличками та колбочками[ред.ред. код]

Щілинні контакти між аксонними терміналами колбочок та паличками дозволяють сигналам із паличок прямо надходити до колбочок, звідки вони передаються до колбочкових біполярних нейронів і згодом до гангліозних клітин [351] [352]. Оскільки паличок в сітківці примат значно більше ніж колбочок, на одну колбочку можуть впливати одразу кілька паличок. В сітківці миші, - в якій переважають палички, а колбочки становлять лише 3% від всіх фоторецепторів, - коефіцієнт конвергенції паличок до колбочок складає ~32 [318].

На користь існування електричного поєднання між паличками та колбочками отримано ряд переконливих свідчень: а) реєстрація генерованих паличками сигналів в колбочках сітківок різних модельних тварин [378] [373][379][380], б) виявлення паличкових сигналів в гангліозних клітинах після блокади первинного паличкового шляху[381]; в) чисельні свідчення психофізичних досліджень про існування кількох окремих паличкових шляхів.[382] [383] [384] [385].

Електричне поєднання паличка-колбочка формує поряд із первинним шляхом (палички-горизонтальні-біполярні нейрони) вторинний шлях для передачі сигналу паличок [386]. Вторинний паличковий шлях виконує важливу роль при проміжних інтенсивностях світла, для підтримки сутінкового зору[en][387][388][389]. Сутінковий зір заповнює розрив між нічним зором[en] (спирається на палички і безколірний) та денним зором (спирається на колбочки, кольоровий) [390]. Оскільки в сутінках відбувається насичення синапсів паличок (не реагують на зміни інтенсивності), то електричне з’єднання між паличками та колбочками надає доступ паличкам до синапсів колбочок, щоб кодувати збільшення інтенсивності світла, а також уможливлює інтеграцію сигналів паличок в колбочковий нейронний шлях, оминаючи первинний, паличковий шлях [344].

Сигнали, які передаються первинним паличковим шляхом є найбільш чутливими до яскравості стимулу, тоді як сигнали, які пе-редаються вторинним паличковим шляхом , на одну логарифмічну одиницю менш чутливі [391][392]. Тому діапа-зон дії цих двох паличкових шляхів різний. Хоча первинний паличковий шлях характеризується високою чутливістю, нелінійність передачі сигналу його синаптичними зв’язками призводить до звуженого діапазону дії [393]. Відтак вторинний паличковий шлях дозволяє сигналам паличок, генерованим в умовах сутінок, досягнути гангліозних клітин тоді, коли первинний шлях насичений і не в змозі передати ці сигнали[387]. Інша відмінність між первинним та вторинним паличковим шляхом пов’язана з різними підтипами гангліозних клітин, на які вони спрямовані. Тоді як в сітківці кроликів два паличкові шляхи спрямовані на два різні підтипи гангліозних клітин [394], в сітківці миші вони сходяться на більшість OFF-гангліозних клітин[395].

Поєднання паличка-колбочка є надзвичайно пластичним і модулюється[en] циркадними ритмами, будучи максимальним протягом суб'єктивної ночі та мінімальним протягом суб'єктивного дня[396] [397][345]. Протягом дня циркадний годинник збільшує вивільнення нейромедіатора дофаміну, який активує на паличках та колбочках дофамінові рецептори D2/D4, що в свою чергу зменшує внутріклітинну активність циклічного аденозинмонофосфату (цАМФ) та цАМФ-залежної[en] протеїнкінази, внаслідок чого зменшується електрична провідність щілинних з’єднань між паличками та колбочками[398] . Тоді як зменшення вночі вивільнення дофаміну обумовлює стійку електричну єдність між колбочками та паличками[396]. Подібне модулювання щілинних контактів паличка-колбочка дозволяє вторинному паличковому шляху функціонувати при нічних умовах освітлення, підсилюючи виявлення тьмяних об'єктів: палички відсилають інформацію про тьмяне освітлення колбочкам, які її вже відсилають своїм постсинаптичним нейронам[397]. З іншого боку, зменшення провідності між паличками та колбочками вдень не допускає надходження сигналів колбочок до не функціонуючої (насиченої) за цих умов мережі паличок, що б призвело до послаблення і втрати цих сигналів[399].

Відтак, електричне поєднання між паличками та колбочками у ссавців функціює, як синаптичний механізм, через який циркадним годинником регулюється надходження сигналів від паличок до колбочок та до колбочкових нейронів нижчого порядку.

З’єднання між паличками[ред.ред. код]

В сітківці ссавців був виявлений також третій паличковий шлях. В експерименті з генетично зміненими мишами, сітківки яких не мали колбочок, у їх OFF-гангліозних клітинах були виявлені характерні для паличок сигнали, навіть тоді, коли первинний паличковий шлях блокувався агоністом метаботропних глутаматних рецепторів - L-(+)-2-аміно-4-фосфономасляною кислотою (L-AP4) [en] [400] . Висувалось припущення, що за відсутності у таких мишей щілинних з’єднань між паличками та колбочками, інший шлях передачі паличкового сигналу до гангліозних клітин – через прямий хімічний синапс між паличками та OFF-біполярними нейронами. Хоча довгий час вважалось що у ссавців такі синаптичні контакти відсутні [401] [402], їх існування згодом було підтверджене в сітківці мишей і щурів [403] [318] , котів [404] та кроликів [405].

Однак, як було виявлено у сітківці миші, тільки одна з п'яти паличок формує хімічний синапс із OFF-біполярним нейроном, що могло свідчити про незначну роль третього паличкового шляху у передачі сутінкових сигналів[318]. Втім, оскільки між аксонними терміналами паличок ссавців також існують щілинні з’єднання, електричні поєднання між паличками можуть збирати сутінкові сигнали на рівні фоторецепторів і відправляти їх до гангліозних клітин через третій паличковий шлях[389]. Тому третій паличковий шлях може використовуватись в сутінках та на світанку, коли доступно більше світла ніж при зоряному світлі і сигнал зібраний через між паличкові щілинні з’єднання може ефективно кодувати слабко освітлені об'єкти[318].

Існують також фізіологічні свідчення, що прямі хімічні синапси між паличками та OFF-біполярними нейронами дійсно форму-ють третій паличковий шлях у сітківці ссавців. Зокрема, паличкові сигнали були реєстровані в гангліозних клітинах після блокування первинного та вторинного паличкового шляхів і ці клітини не отримували вхідні сигнали від двох інших шляхів[391] . Такі паличкові сигнали мають нижчу чутливість до сутінків, аніж сигнали, які передаються двома іншими шляхами, що свідчить про залучення третього паличкового шляху до зору в сутінках та на світанку. Навіть у сітківці нокаут них мишей, в яких були вимкнені гени, що кодують конексин (Cx36) та відсутні щілинні з’єднання між паличками та колбочками, зберігались паличкові сигнали, які передаються третім паличковим шляхом. Це свідчило про неушкодженість електричного поєднання між паличками і, отже, вказувало на те, що у щілинних з’єднаннях між паличками відсутній конексин Cx36[391].

Функції міжрецепторних з’єднань[ред.ред. код]

З теоретичної точки зору існування міжрецепторних з’єднань, зокрема між колбочками, повинно приводити до втрати гостроти та розмивання зображення на сітківці. На основі обчислень та психофізичних експериментів було встановлено, що електричні поєднання між колбочками у центральній ямці сітківки людини призводять до розмиття зорових сигналів та зменшення гостроти зору[355].

Ще в перших дослідженнях міжрецепторного поєднання, в оригінальному експерименті з сітківкою черепахи, було виявлено стійку кореляцію між внутріклітинним шумом ( коливанням напруги) та силою з’єднань між фоторецепторами (вимірюваною через просторову сталу, λ) і зроблено висновок, що електричні з’єднання покращують співвідношення сигнал/шум (S/N) як в паличках, так і колбочках [406] [407]. В колбочках черепах ,при стимуляції розсіяним освітленням, сигнал є незалежним від сталої довжини[en] (λ), але середнє квадратичне амплітуди шуму є обернено пропорційним λ (колбочкам із довшими λ притаманний значно вищий шум, аніж колбочкам з короткими λ), тому S/N прямо збільшується із збільшенням λ. Це відношення не діє у випадку освітлення малою точкою, яка активує лише одну колбочку, оскільки із збільшенням λ сигнал спадає швидше, ніж квадратний корінь шуму [406].

Тож додавання сигналів сусідніх колбочок завдяки міжрецепторному поєднанню призводить до усунення шуму, породженого фотонами та іонними каналами, завдяки чому є можливе розрізнення найменших відмінностей в сигналі колбочки і покращення роздільної здатності зору. Хоча подібне усереднення сигналів через електричні з’єднання є теоретично можливим і на рівні біполярних нейронів, які на периферії сітківки формують контакти з багатьма фоторецепторами, однак з’єднання саме на рівні фоторецепторів значно більше покращують S/N[408]. Тому функцією фоторецепторних щілинних контактів є зменшення шуму в синапсові між рецепторами та нижчестоячими нейронами, що повинно призводити до значного покращення передачі фоторецепторного сигналу сітківкою[409]. Усереднення рецепторних сигналів повинно також зменшувати кількість синаптичних з’єднань, необхідних між фоторецепторами та нижчестоячими нейронами, яким відтак не потрібно контактувати з кожним рецептором[406].

Подальші численні дослідження міжрецепторних з’єднань переконливо показали, що електричне поєднання колбочок зменшує шум і підсилює сигнали, корельовані між сусідніми фоторецепторами[410][344] [386]. Оскільки процесу внутріклітинної фототрансдукції притаманний шум (внаслідок квантової природи світла, спонтанного знебарвлення зорового пігменту та коливання провідності іонних каналів), то внутрішній шум в кожній колбочці є незалежним від шуму сусідніх колбочок. Тоді як обумовлена зором активність одиничної колбочки корелює із такою ж активністю прилеглих колбочок внаслідок сприйняття спільних стимулів у зображенні та розсіяння світла під час його проходження через рогівку та кришталик ока. Тому електричне поєднання між колбочками призводить до сумації корельованих зорових сигналів та зменшення несинхронного шуму. [411].

Обчислення передбачають, що електричне поєднання між колбочками центральної ямки сітківки ховрахів покращує S/N кожної колбочки на 77%, призводячи до вищої роздільної здатності зору[355]. Моделювання щілинних контактів між фоторецепторами також показали, що покращення S/N завдяки електричному міжрецепторному поєднанню дозволяє сітківці краще виявляти та локалізувати границі між областями з різною яскравістю [412]. Це пов'язане з тим, що щілинні контакти зменшують не тільки часовий шум, який постає внаслідок спонтанності внутріклітинних процесів та надходження фотонів, але також і некорельований просторовий шум у вихідних сигналах фоторецепторів, який притаманний просторовому розподілу яскравості. Фоторецептори, які моделювались як електрично ізольовані, були не в змозі виявити розширені між областями з різною яскравістю низько-контрастні границі, тоді як поєднання фоторецепторів через щілинні контакти згладжувало вихідні потенціали, уможливлюючи легке виявлення сітківкою границь, хоча й ціною втрати певних низько-контрастних деталей із просторового розподілу яскравості, що згладжувались разом з некорельованим шумом [412].

В цілому, поєднання між колбочками покращує чутливість та достовірність зорових сигналів, хоча і за рахунок певного «нейронного розмиття» зображення. Однак на відміну від розмиття зображення, спричиненого оптикою ока, нейронне розмиття є значно меншим[386]. Міжрецепторне поєднання колбочок також усуває шум на рецепторному рівні, перш ніж він потрапить до нижчестоячих нейронів сітківки[344].

Крім того, електричне поєднанням між фоторецепторами виконує інтегративну функцію. Збільшення рецептивного поля внаслідок електричного з’єднання призводить до підсилення реакції колбочок та паличок навіть на невелике збільшення площі стимулу освітлення[413][153][361][414].

Електричне поєднання між зеленими/червоними колбочками сприяє виявленню змін в яскравості через усереднення шуму в популяції колбочок із корельованими вхідними сигналами. Моделювання колбочок черепахи свідчать, що для стимулів яскравості, рівних чи більших, ніж площа поєднаних колбочок, S/N в колбочках збільшується на 35%[406]. На відміну від яскравості, кольоровий зір спирається на некорельовані сигнали між колбочками різних спектральних типів. В цьому випадку електричне поєднання між червоними та зеленими колбочками повинно призводити до зменшення S/N для кольорових сигналів. Однак виявлена у примат невибірковість електричного поєднання зелених-червоних колбочок може відображати обчислювальний компроміс, потрібний для кодування обмеженим масивом фоторецепторів як інформації про колір, так і про яскравість стимулів[374]. Тож хоча з’єднання червоних та зелених колбочок і призводить до незначного зменшення здатності до розрізнення кольорів, воно значно підвищує розрізнюваність яскравості.

Крім того, зелені та червоні колбочки формують хоч і регулярну, але окрему мозаїку в сітківці, наслідком чого є висока ймовірність з’єднань між спектрально однаковими колбочками та менша ймовірність з’єднання між спектрально відмінними колбочками. Така окремішність мозаїк червоних та зелених колбочок зменшує спектральне згладжування, спричинене електричним поєднанням[415].

Іншою важливою функцією міжрецепторного поєднання є перехрестя шляхів передачі паличкових та колбочкових сигналів. Тоді як у фоторецепторів черепахи та земноводних таке перехрестя найбільш помітне в паличках (поява додаткових компонентів в кривих чутливості паличок; зміна кінетики реакції паличок; підсилення здатності реагувати на високочастотні стимули) [416][409] [417] [398] , то в сітківці ссавців, які мають відмінну архітектуру фоторецепторів та їх поєднань, вплив поєднання паличка-колбочка найбільш помітний в колбочках (поява високої чутливості у колбочок та повільної інактивації реакції на світло, що притаманне паличкам) [373][418].

Палички і колбочки: відмінність та подібність[ред.ред. код]

Палички і колбочки мають схожі механізми фототрансдукції та гіперполяризації, але різні молекулярні складові, швидкості внутріклітинних процесів та синаптичні зв’язки із постсинаптичними нейронами сітківки, що призводить до відмінних реакцій паличок і колбочок на різні діапазони інтенсивностей світла[11]. Ці відмінності між двома класами фоторецепторів обумовлені тим, що палички, аби забезпечувати надійний зір при тьмяному світлі, повинні бути максимально чутливими до світла, тоді як колбочки повинні забезпечувати високу гостроту зору і його адаптованість до широкого діапазону інтенсивностей денного світла[419].

Скотопічний та фототопічний зір[ред.ред. код]

Людина здатна бачити в величезному діапазоні інтенсивнотсей видимого світла, від фотонних потоків менше ніж 10-2 фотонів мкм-2 сек-1 (зоряне світло) до більше аніж 108 фотонів мкм-2 сек-1 (яскраве сонячне світло). Така адаптація людського зору пов’язана із тим, що мозаїка двох класів фоторецепторів сітківки (палички і колбочки) оптимально покриває весь діапазон інтенсивностей світла (1010), який доступний людському оку[10].

Коли рівень яскравості світла дуже низький (напр., при зоряному світлі), то активними зостаються тільки надзвичайно світлочутливі фоторецептори – палички, які, відтак, відповідальні за скотопічний (нічний) зір людини Скотопічний зір. Із зростанням рівня яскравості освітлення до проміжного рівня, напр. при місячному світлі, залучає до такого мезопічного зору[en] одночасно колбочки і палички. При ще більшому зростанні рівня світла палички насичуються і більше не реагують на зміну інтенсивностей світла, залишаючи активними тільки колбочки, які підтримують Фотопічний зір при яскравому, денному освітленні [21].

Світлочутливість[ред.ред. код]

Функціональні властивості реакції на світло паличок і колбочок сітківки хребетних знаходяться у відповідності з екологічними потребами їх поведінки. Морфологія, структура фотопігментів, механізми фототрансдукції та адаптації дозволяють паличкам і колбочками хребетних покривати весь діапазон видимого світла, забезпечують надійне відтворення та передачу інформації як про надзвичайно яскраве, так про надзвичайно тьмяне світло.

Завдяки унікальній анатомічній структурі та молекулярним складовим паличок, єдиний фотон може викликати більший від внутрішньоклітинного шуму електричний відгук в повністю адаптованій до темряви паличці, коли збуджується тільки одна мелекула зорового пігменту [1][418]. Хоча надійне виявлення тьмяного спалаху світла потребує сигналів від 5 до 10 паличок[2][420]. Тоді як для генерування подібного відгуку, колбочкам потрібно більше 100 фотонів, оскільки внутріклітинний струм, генерований в колбочках одиничним фотоном є відносно малим і його важко відрізнити від фонового шуму[421]. Тому колбочки генерують відмінний від фонового шуму сигнал тільки коли спалахи світла збуджують 4-10 молекул зорових пігментів / колбочку. [422] [423] [419].

Підсилення світлового сигналу[ред.ред. код]

Оскільки палички містять більше зорових пігментів, ніж колбочки, вони можуть схоплювати більше падаючих фотонів. Але щоб виявити і надійно передати інформацію про одиничні фотони, палички також значно більше підсилюють світлові сигнали в більший фотострум, аніж колбочки. [138].

Як в паличках, так і колбочках підсилення досягається через активацію однією молекулою багатьох інших молекул. В паличках миші, коли фотон поглинається та ізомеризує (випрямляє) ретиналь всередині опсину, то він активує ~20 молекул трансдуцину (Gt), кожна з яких в свою чергу активує одну молекулу фосфодіестарази (ФДЕ), яка може гідролізувати понад 1 тис. молекул циклічного гуанозинмонофосфату (цГМФ) [424]. Для відкриття регульованих циклічним нуклеотидом каналів (ЦНР-каналів) потрібно всього 3 молекули цГМФ, тому швидке зменшення в паличці концентрації цГМФ призводить до швидкого закриття ЦНР-каналів, а відтак, швидкої гіперполяризації палички [425].

Крім того, чутливість палички до світла збільшується із-за того, що її зовнішній сегмент має більш високу стопку мембранних дисків, ніж колбочки, тому фотон, який надходить знизу цієї стопки, матиме більшу ймовірність бути поглинутим перш ніж він потрапить до вершини стопки дисків[10].

Час інтегрування світлового сигналу[ред.ред. код]

Хоча палички мають високу світлочутливість, вони реагують на світло повільніше, оскільки інтегрують реакції на фотони протягом довшого періоду (~100 мсек) [8]. Така повільна реакція дозволяє паличкам виявити слабке світло, але її недоліком є те, що палички не в змозі побачити мерехтіння світла з частотою, швидшою ніж 10-15 Гц [419].

Подібно до паличок, зоровий пігмент колбочок також реагує на одиничний фотон запускаючи процес фототрансдукції, але в 5 разів швидше, від палички: ~25 мкс щоб досягнути максимальної активності для колбочки у порівнянні з 125 мкс для палички [10]. Такий швидкий відгук колбочок на світло дозволяє їм інтегрувати реакції на фотони за коротший проміжок часу, будучи спроможними розрізнити мерехтіння світла з частотою 80-90 Гц[188]. Хоча за нормальних візуальних умов, ця частота значно менша – 16-20 Гц [126]. Однак, на відміну від палички, реакція колбочки на одиничний фотон значно менша, а при яскравому світлі взагалі мала, внаслідок чого колбочка може об’єднувати набагато більше сигналів від активованих зорових пігментів протягом її часу інтегрування і таким чином досягнути більш надійного градуйованого сигналу. До прикладу, схоплення 10 тис. фотонів за час інтегрування протягом 100 мск уможливлює співвідношення сигнал/шум (S/N) ~100, тобто √10.000 [10].

Адаптація до світла і темряви[ред.ред. код]

Унікальна здатність колбочок до адаптування до різних діпазаноів денного світла дозволяє їм реагувати на зміни понад 9 логарифмічних одиниць – діапазон освітлення від ясного нічного неба (2×10-3люкс) до прямого сонячного світла (1,3×105 люкс)[426]. На відміну від колбочок, палички адаптуються в невеликому діапазоні інтенсивностей світла[146] [427] [428]. Саме тому при яскравому постійному освітленні темрявний струм в зовнішньому сегменті може бути цілком придушений в паличках (насичення паличок), але не в колбочках, де надзвичайно яскраве постійне світло може придушити циркулюючий струм лише на короткий період часу, після чого ЦНР-канали знову відкриваються й він відновлюється до нового сталого рівня[156]. До прикладу, коли 90% зорових пігментів в колбочках людини знебарвлюється, то амплітуда темрявного струму становить лише половину від амплітуди за відсутності світла [157].

Крім того, на відміну від паличок, колбочки залишаються чутливими до світла при високих частотах (кількості) фотонів, оскільки вони в 60 тис. разів швидше повертають хромофор ретиналь до його зігнутого стану (11-цис-ретиаль), аніж ретиналь ізомеризується світлом (переходить в зігнутий все-транс ретиналь стан) [157]. Також колбочка насичується при значно вищих частотах фотонів, ніж паличка, оскільки має значно сильніші фототрансдуктивні механізми відновлення до первинного стану зорового пігменту: трансдуцин і фосфодіестараза колбочки деактивуються в ~20 швидше, ніж в палички [425] [429].

Здатність адаптуватись до широкого діапазону інтенсивностей світла (відома як «світлова адаптація», англ. light adaptation) убезпечує колбочки від насичення та уможливлює функціонування зору протягом всього сонячного дня, коли палички насичуються та не функціонують. Після надходження яскравого світла, для відновлення чутливості паличкам потрібно до 1 год., тоді як колбочки відновлюють свою чутливість за декілька хвилин [430]. Подібна зміна в колбочках, відома як темрявна адаптація (англ. dark adaptation), дозволяє колбочкам зберігати сприйнятливість до світла, уможливлюючи неперервне зорове сприйняття в швидко змінюваному світловому середовищі[431].

Конвергенція сигналів[ред.ред. код]

Висока чутливість паличкового нейронного шляху в сітківці пов'язана з тим, що, залежно від виду тварин, від 20 до 100 паличок відсилають сигнал до одного паличкового біполярного нейрону[432][433]. Тому сигнали із паличок об’єднуються в одному біполярному нейроні та підсилюють один одного, в такий спосіб зміцнюючи сигнал викликаний одним фотоном в одиничній паличці та збільшуючи здатність зорової системи виявити тьмяне світло. Тоді як значно менше колбочок сходяться на один колбочковий біполярний нейрон[15]. А колбочки в центральній ямці, що мають малий діаметр і розміщені щільно одна відносно одної, взагалі не сходяться на одному біполярному нейронові. Відтак, кожна колбочокова біполярна клітина отримує сигнал із єдиної колбочки, уможливлюючи виняткову гостроту денного (фотопічного) зору[138].

Оптичні властивості фоторецепторів[ред.ред. код]

Формування фоторецепторами зорового зображення залежить від їх апертури та відстаней між рецепторами. Апертура фоторецептора визначає його здатність до збирання падаючого світла, тоді як інтервал між фоторецепторами визначає межі дискретизації зображення мозаїкою рецепторів.

Дискретизація зображення фоторецепторами[ред.ред. код]

Оброблення зорової інформації розпочинається вже на рівні оптики ока, яка складається із трьох головних компонент: рогівки, зіниці та кришталика. Ці оптичні компоненти формують чітке зображення на рівні фоторецепторів, які дискретизують неперервне зображення на сітківці і перекодовують його в електричні сигнали.

Правило Гельмгольца[ред.ред. код]

Щільність розміщення колбочок в центральній ямці є важливою для забезпечення високої роздільної здатності зору. Найменша кутова відстань між сусідніми об'єктами, яку може розрізнити зір, називається «мінімально-розрізнюваною гостротою» зору [434]. Мінімально-розрізнювана гострота зору оцінюється через визначення найчіткіших чорних та білих смуг, які можуть бути розрізнені спостерігачем. За ідеальних умов (при високій контрастності та яскравості) людина з відмінним зором може розрізнити ґратки змінюваних чорних та білих смуг, коли один цикл утворює кут в ~1 мінуту дуги (0,017 кутових градусів). Така мінімально-розрізнювана гострота є одним з головних обмежень просторового зору, будучи найчіткішою деталлю високої контрастності, що може бути розрізнена людським оком. Для зору, що спирається на центральну ямку сітківки, однією з головних причин такого обмеження є інтервал між колбочками.

Малюнок Гельмгольця граток з високою просторовою частотою. Ліворуч. Гельмгольц зобразив аліасинг смуг. Праворуч. Пояснення аліасинга через дискретизацію граток колбочками.

Зовнішній світ, доступний зору, представлений як безперервна варіація в інтенсивності світла. Однак візуальна система, дивлячись на розподіл світла через одиничні фоторецептори, формує із безперервної варіації дискретні «вибірки». Тому початком процесу бачення є трансформація (дискретизація) щільною мозаїкою фоторецепторів безперервного зображення на сітківці в дискретні вибірки. Чим більш щільно розміщені фоторецептори, тим краще зорова система може відображати розподіл світла[435].

Те, що зір починається із просторової дискретизації зображення на сітківці дискретними фоторецепторами, вперше відзначив в 1850-х рр. німецький анатом Генріх Мюллер, коли виявив, що палички та колбочки є світлочутливими елементами сітківки. Однак сам Мюллер спочатку вважав, що для того, щоб зір сприймав дві точки світла як окремі , достатньо щоб ці точки стимулював дві окремі колбочки[436]. Проте, як відзначив Карл Бергман [en] (1858), в такому випадку зір не зможе відрізнити безперервну лінію від ряду точок[437].

Бергман, а згодом учень Г.Мюллера, Герман фон Гельмгольц (1860) висунули іншу гіпотезу (сьогодні відому як «правило Гельмгольца»): для розрізнення двох точок, потрібно щоб один не стимульований фоторецептор був розміщений між двома стимульованими фоторецепторами[438][439]. Хоча це правило було сформульоване у контексті розрізнення двох точок, воно також застосовне у випадку розрізнення одиничних смуг синусоїдальних ґраток. Для випадку таких ґраток із чорних та білих смуг, правило Гельмгольца постулює необхідність існування двох точок вибірки на один цикл ґратки, тоді чорні та світлі смуги можуть окремо стимулювати фоторецептори.

Межа Найквіста[ред.ред. код]

Зображення ґратки, яке відповідно до правила Гельмгольца узгоджується із дискретизуючою мозаїкою, знаходиться на частоті зрізу[en] цієї мозаїки, fc, оскільки є найвищою просторовою частотою, яку система може розрізнити та надіслати до вихідних елементів. Ґратка, що має нижчу просторову частоту аніж частота зрізу, хоч і передискретизується, але уможливлює генерування множини вихідних значень, що без спотворень визначають вхідний стимул та дозволяють його точно реконструювати, fc/2. Тільки ґратка, що має частоту, вищу від частоти зрізу (3fc ), субдескритизується системою та призводить до втрати інформації дискретизуючим елементами. В цьому випадку вхідний стимул не може бути реконструйований і передається як сигнал із нижчою частотою. Таке спотворення інформації відоме як аліасинг [440].

Гіпотеза Бергмана та Гельмгольца була чітко формалізована через півстоліття у відомій в теорії інформації «теоремі дискретизації» (або теорема відліків) у відповідності з якою, для відновлення одновимірного сигналу з дискретної послідовності n рівновіддалених вибірок , частота дискретизації повинна бути рівною або у два рази більшою від максимальної частоти сигналу, fc:fc=n/2[441][442]. Інакше кажучи, теорема постулює, що в результаті дискретизації безперервного сигналу ніяка інформація не буде втрачена, за умови якщо процес дискретизації безпомилковий і найвища частота в сигналі становить не більше половини частоти дискретизації. Частота зрізу (половина частоти дискретизації) називається межею Найквіста[443].

У застосуванні до фоторецепторів теорема дискретизації припускає, що максимальна просторова частота, що може бути реконструйована (дискретизована) без спотворень, повинна вдвічі перевищувати інтервал між фоторецепторами. Тому для будь-якого даного інтервалу між фоторецепторами існує верхня межа (межа Найквіста) і будь-які просторові частоти в безперервному зображенні, що перевершують цю межу, будуть спотворені, як такі що мають нижчу просторову частоту (аліасинг).

Межа Найквіста для фоторецепторів обчислюється із середнього інтервалу між фоторецепторами, хоча однозначно визначеною вона є лише для випадку ідеально впорядкованих мозаїк, тоді як навіть мозаїка колбочок в центральній ямці далека від такої регулярності.[444] Для ока людини межа дискретизації Найквіста становить приблизно 60 циклів/градус, стільки ж скільки й вища просторова частота зрізу оптики ока. Людське око не в змозі виявити частоти вище ніж 60 циклів/градус, оскільки частота дискретизації колбочок в центральній ямці становить ~120 циклів/градус [445][446].

Тільки окремі види птахів мають гостріший зір, аніж примати. Так, орлан білоголовий має гостроту вище 120 циклів/градус, що досягається не шляхом більш щільного пакування фоторецепторів, а шляхом більш глибшої центральної ямки, завдяки чому колбочки сітківки орлана схоплюють вищі просторові частоти, аніж колбочки людської сітківки.

Аліасинг[ред.ред. код]

Кодування фоторецепторами зображення у формі дискретних вибірок має два важливі наслідки для зору. Перший полягає в тому, що зорова система стикається з проблемою аліасинга: при реконструкції безперервного оптичного зображення із значень дискретних вибірок, розбіжність між смугою пропускання зображення та частотою дискретизації приводить до появи просторових ілюзій, коли високі просторові частоти [en] (вимірюється в циклах на кутовий градус) первинного зображення при його реконструкції постають як низькі просторові частоти [447]. Іншим наслідком є те, що інтервал між одиничними вибірками, що відповідає інтервалу між фоторецепторами, накладає обмеження на просторову роздільну здатність зору. Причиною аліасинга, - який по суті є формуванням низькочастотного муарового візерунку, - є субдескритизація зображення на сітківці, що має місце тоді, коли частота дискретизації регулярної мозаїки точок в два рази менша від найвищої просторової частоти, що відображена на цій мозаїці.

Застосування теореми дискретизації до мозаїки колбочок демонструє, що максимальна просторова частота, яка може бути відтворена без спотворень (аліасинга), рівна половині частоти дискретизації мозаїки колбочок. Однак хоча теорема дискретизації часто застосовується до мозаїки колбочок, ця мозаїка не є ні регулярною, ні одновимірною, будучи двовимірним нерегулярним дискретизуючим масивом. Хоча для цього випадку також існує багатовимірна теорема дискретизації [448]. Але теорема дискретизації для одновимірного випадку підходить для колбочок в центральній ямці, які мають достатньо регулярну мозаїку, яка здатна генерувати муарові візерунки, схожі на смуги зебри. Поза центральною ямкою аліасинг постає як двовимірний просторовий шум [435]

У випадку, коли мозаїка колбочок дискретизує два синусоїдальні стимули, зорова система не в змозі визначити, чи отримані дискретні вибірки із нижчих частот, що були дискретизовані достатньою кількістю фоторецепторів, чи ці вибірки із вищих частот, що були субдескритизовані. У випадку субдескритизації зображення на сітківці мозаїкою фоторецепторів, просторові частоти вище межі Найквіста хибно тлумачаться зоровою системою як низькочастотні, породжуючи «змішані ефекти». Зорова система не в змозі відрізнити такі змішані ефекти від природних низьких просторових частот і тому спотворює дискретизовану репрезентацію зображення на сітківці, інтерпретуючи субдескритизовані зображення наче вони чіткі[449].

Спектр просторових частот зображення на сітківці визначається просторово-частотним спектром візуальної сцени та модуляційною [en] передавальною функцією. Хоча спектри просторових частот природних візуальних сцен варіюються, в цілому вони мають амплітуди, які спадають обернено пропорційно просторовій частоті, що саме по собі допомагає зоровій системі уникати змішаних ефектів (аліасинга) [450]. Аліасинг виникає тільки у випадку, коли модуляційна передавальна функція перевищує межу Найквіста.

Оскільки аліасинг не може одразу бути виправлений процесами що мають місце після дискретизації, він накладає фундаментальні обмеження на будову систем передачі зображення. Загальноприйнятим вирішенням цієї проблеми в інженерії є недопущення надходження просторових частот вище межі Найквіста до дискретизуючого масиву. Це здійснюється через попередню фільтрацію зображення, тобто обмеження смуги частот [en] зображення до початку дискретизації, коли частоти, що призведуть до аліасинга, відфільтровуються оптичною передавальною функцією [en] камери [451].

На відміну від інженерних систем, зорова система людини не вирішує проблему аліасинга шляхом обмеження смуги частот зображення, а подекуди навіть його допускає. Більшій частині сітківки притаманна значна невідповідність між границями смуги пропускання зображення на сітківці, накладеними оптикою ока, та частотами Найквіста, що випливає із загальної кількості фоторецепторів, доступних для дискретизації цього зображення[452]. Винятком є середина центральної ямки (фовеола), де середня міжрецепторна відстань (від центру до центру) складає (120)-1 градусів кута поля зору [31] . Позаяк в центральній ямці межа Найквіста становить ~60±10 циклів/градус зорового кута, що наближається до найдетальнішої структури, яка може бути сприйнята оптичним апаратом ока за оптимальних умов, то зір людини що спирається на колбочки центральної ямки, добре захищений від аліасинга оптичними властивостями ока, які відфільтровують просторові частоти, що перевершують межу Найквіста мозаїки колбочок центральної ямки[453][454]. Внаслідок такого фільтрування людина не в змозі візуально сприймати властивості зовнішнього світу (на рівні атомів та молекул), виражені в просторових частотах вище 60 циклів/градус.

Фовеола є єдиною областю сітківки ока людини, якій притаманна чітка підігнаність між межею Найквіста фоторецепторної мозаїки та шириною смуги пропускання зображень, які можуть бути сформовані на цій мозаїці при нормальнім зорові. Гельмгольц вперше висловив думку, що таке співвідношення між оптикою ока та мозаїкою фотоерцепторів свідчить про їх підігнаність (узгодженість) одне до одного [439]. Хоча це в першому наближенні справедливо для мозаїки колбочок в фовеолі, поза цією областю оптика ока істотно перевершує роздільну здатність периферійної мозаїки колбчок. Із збільшенням ексцентриситету від центральної ямки, ширина смуга пропускання оптики ока спадає повільніше, тоді як міжцентровий інтервал колбочок швидко зростає, внаслідок чого зображення на сітківці субдескритизовані й периферійний зір повинен сприймати аліасинг. [455] . Однак не зважаючи на невідповідність між шириною смуги пропускання зображення поза центральною ямкою та щільністю фоторецепторів, зорова система здатна запобігати аліасингу.

Однією з причин, чому периферійний аліасинг не є відчутним при повсякденному функціонуванні зору, є різна оптична якість зору поміж різних індивідів. До прикладу, такі аберації периферійної оптики, як астигматизм ока з косими осями значно зменшують силу саме тих просторових частот, що можуть викликати змішані ефекти [456]. Крім того, поєднання ряду інших факторів (напр., розфокусування внаслідок затримки акомодації [457]; незначна присутність в природних сценах високих просторових частот [458]; поперечна хронічна аберація [459]; просторова нерегулярність периферійної мозаїки колбочок через присутність паличок [452] [460]) також зменшують вплив периферійного аліасинга на нормальне функціонування зору.

Крім того, еволюційні механізми повинні були спрямовувати частоту зрізу оптики ока до частот, вищих від межі Найквіста, оскільки покращення контрастності зображення при просторових частотах нижче межі Найквіста більш ніж компенсує згубні ефекти будь-якого аліасинга просторових частот вище цієї межі [461]. Тому однією з переваг субдескритизації мозаїкою колбочок зашумлених зображень на сітківці може бути підвищення різкості зображення на високих просторових частотах. Також зорова система може використовувати з’єднання між колбочками через щілинні контакти для покращення чутливості до нижчих просторових частот без істотного зниження візуальної роздільної здатності чи збільшення ефектів аліасинга[415].

Тож, відповідність між межею Найквіста і найбільшою просторовою частотою, яка може бути виявлена зором, не є нездоланним бар'єром для роздільної здатності людського ока.[462]. Сам по собі процес дискретизації не має впливу на контрастність зображення. Зменшуючи розмірність зображення, дискретизація призводить до появи неоднозначності лише тому, що сигнал між двома точками вибірки невідомий. Тому функцією пострецепторних нейронів є відтворення та інтерпретація двозначного зображення.

Найбільш переконливо на користь того, що межа Найквіста не є нездоланною для ока, свідчить оригінальний експеримент, в якому спостерігачам показувались високочастотні синусоїдальні ґратки, використовуючи лазерну інтерферометрію щоб уникнути зменшення контрастності, що має місце коли стимул проходить через оптику ока[446]. Було виявлено, що спостерігачі могли надійно розрізнити ґратки з частотою до 150 циклів/градус, що в 2,5 перевершує межу Найквіста в позафовеальній сітківці[463]. І хоча дискримінація просторових частот стає надзвичайно поганою для частот, що перевершують межу Найквіста, в цих просторових частотах зберігається незначна інформація про орієнтацію ґраток [435].


Джерела[ред.ред. код]

  1. а б Baylor DA, Lamb TD, Yau KW (1979). Responses of retinal rods to single photons.. The Journal of physiology 288. с. 613–634. PMID 112243. doi:10.1113/jphysiol.1979.sp012716. 
  2. а б Hecht S., Shlaer S., and Pirenne M.H. (1942). Energy, quanta, and vision. The Journal of General Physiology 25 (6). с. 819–840. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.25.6.819. 
  3. Borwein B., Borwein D., Medeiros J., and William M. J. (1980). The ultrastructure of monkey foveal photoreceptors, with special reference to the structure, shape, size, and spacing of the foveal cones. American Journal of Anatomy 159 (2). с. 125–146. ISSN 0002-9106. doi:10.1002/aja.1001590202. 
  4. Hirsch J. and Hylton R. (1984). Quality of the primate photoreceptor lattice and limits of spatial vision. Vision Research 24 (4). с. 347–355. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(84)90060-9. 
  5. Chui T.Y., Song HX., and Burns S.A. (2008). Adaptive-optics imaging of human cone photoreceptor distribution. Journal of the Optical Society of America A 25 (12). с. 3021. ISSN 1084-7529. doi:10.1364/JOSAA.25.003021. 
  6. Wassle H. and Riemann H. J. (1978). The Mosaic of Nerve Cells in the Mammalian Retina. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 200 (1141). с. 441–461. ISSN 0962-8452. doi:10.1098/rspb.1978.0026. 
  7. Hirsch J. and Miller W. H. (1987). Does cone positional disorder limit resolution?. Journal of the Optical Society of America A 4 (8). с. 1481. ISSN 1084-7529. doi:10.1364/JOSAA.4.001481. 
  8. а б в г Aidley, David J. (1998-09-03). The Physiology of Excitable Cells. Cambridge University Press. с. 477. ISBN 978-0-521-57421-1. 
  9. Laughlin S. (2001). Energy as a constraint on the coding and processing of sensory information. Current Opinion in Neurobiology 11 (4). с. 475–480. ISSN 09594388. doi:10.1016/S0959-4388(00)00237-3. 
  10. а б в г д е Sterling P. and Laughlin S. (2015-05-22). Principles of Neural Design. MIT Press. ISBN 978-0-262-02870-7. 
  11. а б в г д Fein Alan and Szuts Ete Zoltan (31 August 1982). Photoreceptors: Their Role in Vision. CUP Archive. ISBN 978-0-521-28684-8. 
  12. а б Masland R.H. (1986). The functional architecture of the retina.. Scientific American 255 (6). с. 102–11. PMID 2881349. 
  13. а б Davson, Hugh (1990). Physiology of the Eye (вид. 4). Elsevier Science. с. 654. ISBN 978-0-323-16216-6. 
  14. а б Buser, Pierre A. and Imbert, Michel (1992). Vision. MIT Press. с. 559. ISBN 978-0-262-02336-8. 
  15. а б в г д Rodieck, Robert W. (1998). The First Steps in See-ing. Sinauer Associates. с. 562. ISBN 978-0-87893-757-8. 
  16. а б в Packer O. and Hendrickson A. E., and Curcio C. A. (1989). Photoreceptor topography of the retina in the adult pigtail macaque (Macaca nemestrina). The Journal of Comparative Neurology 288 (1). с. 165–183. ISSN 0021-9967. doi:10.1002/cne.902880113. 
  17. а б в г д Dowling J.E. and Dowling J.L. (2016-03-25). Vision: How It Works and What Can Go Wrong. MIT Press. с. 204. ISBN 978-0-262-03461-6. 
  18. Baylor D.A. (1987). Photoreceptor signals and vision. Proctor lecture.. Investigative Ophthalmology & Visual Science January 28 (1). с. 34–49. PMID 3026986. 
  19. а б в Dowling, John E. (1987). The Retina: An Approachable Part of the Brain. Harvard University Press. с. 282. ISBN 978-0-674-76680-8. 
  20. Wikler K.C., Williams R.W., and Rakic P. (1990). Photoreceptor mosaic: Number and distribution of rods and cones in the rhesus monkey retina. The Journal of Comparative Neurology 297 (4). с. 499–508. ISSN 0021-9967. doi:10.1002/cne.902970404. 
  21. а б в Schiller P.H. and Tehovnik E.J. (2015). Vision and the Visual System. Oxford University Press. с. 416. ISBN 978-0-19-993653-3. 
  22. а б в Curcio C.A., Sloan K.R., Kalina R.E. and Hendrickson A.E. (1990). Human photoreceptor topography. The Journal of Comparative Neurology 292 (4). с. 497–523. ISSN 0021-9967. doi:10.1002/cne.902920402. 
  23. Smallman HS, MacLeod DI, He S, and Kentridge RW (1996). Fine grain of the neural representation of human spatial vision.. Journal of Neuroscience 16 (5). с. 1852–9. PMID 8774453. 
  24. Williams D.R. (1992-01-01). Photoreceptor sampling and aliasing in human vision. У Moore, D.T. Tutorials in Optics. Washington : Optical Society of America. с. 15–27. ISBN 978-1-55752-038-8. 
  25. Shlaer R. An Eagle's Eye: Quality of the Retinal Image. Science 176 (4037). 1972. с. 920–922. ISSN 0036-8075. doi:10.1126/science.176.4037.920. 
  26. Reymond L. Spatial visual acuity of the eagle Aquila audax: a behavioural, optical and anatomical investigation. Vision Research 25 (10). 1985. с. 1477–1491. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(85)90226-3. 
  27. Carroll J., Yoon G. , and Williams D. R. (2009-09-18). The cone photoreceptor mosaic in normal and defective color vision. У Gazzaniga, Michael S. The Cognitive Neurosciences. MIT Press. с. 383–394. ISBN 978-0-262-01341-3. 
  28. Wikler K.C. and Rakic P. (1990). Distribution of photoreceptor subtypes in the retina of diurnal and nocturnal primates.. The Journal of neuroscience 10 (10). с. 3390–401. PMID 2145402. 
  29. а б Samy C.N. and Hirsch J. (1989). Comparison of human and monkey retinal photoreceptor sampling mosaics. Visual Neuroscience 3 (03). с. 281–285. ISSN 0952-5238. doi:10.1017/S0952523800010038. 
  30. Williams D, Sekiguchi N, and Brainard D (1993). Color, contrast sensitivity, and the cone mosaic.. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 90 (21). с. 9770–7. PMC 47655. PMID 8234313. 
  31. а б Osterberg, Gustav (1935). Topography of the Layer of Rods and Cones in the Human Retina. Acta ophthalmologica: Supple-mentum. Levin & Munksgaard. с. 102. 
  32. а б в г д е Finger, Stanley (2001). Origins of Neuroscience: A History of Explorations Into Brain Func-tion. Oxford University Press. с. 462. ISBN 978-0-19-514694-3. 
  33. а б в г д е ж Stabell, Bjørn and Stabell, Ulf (2009-08-13). Duplicity Theory of Vision: From Newton to the Present. Cambridge University Press. с. 223. ISBN 978-0-521-11117-1. 
  34. Treviranus, Gottfried R. (1828). Beiträge zur Anatomie und Physiologie der Sinneswerkzeuge des Menschen und der Thiere ; Erstes Heft, Beiträge zur Lehre von den Gesichtswerkzeugen und dem Sehen des Menschen und der Thiere (German). Heyse. с. 91. 
  35. Treviranus, Gottfried R. (1837). Resultate neuer Untersuchungen über die Theorie des Sehens und über den innern Bau der Netzhaut des Auges. Beiträge zur Aufklärung der Erscheinungen und Gesetze des organischen Lebens (German) 3. Heyse. с. 109. 
  36. Sir Stewart Duke-Elder and Kenneth C. Wybar (1961). The anatomy of the visual system. System of Ophthalmology. H. Kimpton. с. 901. 
  37. Wade N.J (2004). Visual Neuroscience before the Neuron. Perception 33 (7). с. 869–889. ISSN 0301-0066. doi:10.1068/p5153. 
  38. Bidder, F (1839). Zur Anatomie der Retina, insbesondere zur Würdigung der stabförmigen Körper inderselben. Archiv für Anatomie, Physiologie und wissenschaftliche Medicin (German). Veit und Comp. с. 371–385. 
  39. Kölliker, Albert von (1852). Zur Anatomie und Physiologie der Retina. Verhandlungen der Physikalisch-Medizinischen Gesellschaft zu Würz-burg (German). Stürtz [in Komm.]. с. 316–335. 
  40. Muller, H. (1856). Observations sur la structure de la rétine de certains animaux. Comptes Rendus Hebdomadaires des Seances de L'Academie des Sciences 43. с. 743–745. 
  41. Müller, H. (1857). Anatomisch-physiologische Untersuchungen über die Retina bei Menschen und Wirbelthieren.. Zeitschrift für wissenschaftliche Zoolo-gie 8. с. 1–122. 
  42. Purkyne J.E. (1825). Beobachtungen und Versuche zur Physiologie der Sinne : Neue Beiträge zur Kenntniss des Sehens in subjectiver Hinsich. Reimer. с. 176. 
  43. Himstedt F. and Nagel W.A. (13 December 2016). Die Verteilung der Reizwerte für die Froschnetzhaut im Dispersionsspektrum des Gaslichtes, mittels der Aktionsströme untersucht. У K. Gerhardt. Berichte der naturforschenden Gesellschaft zu Freiburg im Breisgau (German) 11. с. 153–162. ISBN 978-1-334-61495-8. 
  44. Hammond P. and James C.R. (1971). The Purkinje shift in cat: extent of the mesopic range. The Journal of Physiology 216 (1). с. 99–109. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1971.sp009511. 
  45. Silver P.H. (1966). A Purkinje shift in the spectral sensitivity of grey squirrels. The Journal of Physiology 186 (2). с. 439–450. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1966.sp008045. 
  46. Gruber S. (1977). The Visual System of Sharks: Adaptations and Capability. American Zoologist 17 (2). с. 453–469. ISSN 0003-1569. doi:10.1093/icb/17.2.453. 
  47. Fingerman M. and Brown F. A. (1952). A "Purkinje Shift" in Insect Vision. Science 116 (3007). с. 171–172. ISSN 0036-8075. doi:10.1126/science.116.3007.171. 
  48. а б в г д Crescitelli, F (1972). The Visual Cells and Visual Pigments of the Vertebrate Eye. У Dartnall, H. J.A. Photochemistry of Vision. Handbook of Sensory Physiology. VII/1. Berlin: Springer. ISBN 978-3-642-65066-6. 
  49. Schultze, Max (1866). Zur Anatomie und Physiologie der Retina (German). Cohen. с. 112. 
  50. Schultze, M. (1867). Ueber Stäbchen und Zapfen der Retina. Archiv fuer mikroskopische anatomie (German) 3. с. 215–247. 
  51. Schultze M. (1867). Bemerkungen über Bau und Entwickelung der Retina. Archiv fuer mikroskopische anatomie (German). с. 371–382. 
  52. Aubert, Hermann R. (1865). Physiologie der Netzhaut (German). Morgenstern. с. 394. 
  53. Schultze M. (1872). Sehorgan. I. Die Retina. У Stricker S. Handbuch der Lehre von den Geweben des Menschen und der Thiere (German). Engelmann. с. 977–1034. 
  54. Parinaud, H. (1884). L'hemeralopie et les fonctions du pourpre visuel.. Comptes rendus hebdomadaires des séances de l'Académie des scienc-es 93. Paris. с. 286–287. 
  55. Parinaud H. (1898). La Vision: étude physi-ologique. Octave Dion. с. 218. 
  56. Kries, J. von (1896). Über die Funktion der Netzhautstabchen. Zeitschrift für Psychologie und Physiologie der Sinnesor-gane (German) 9. J.A. Barth. с. 81–123. 
  57. Helmholtz, Hermann von, (1909). У Kries, Johannes von. Handbuch der Physiologischen Optik (German) 2. с. 290. 
  58. Stiles W. S. and Crawford B. H. (1933). The Luminous Efficiency of Rays Entering the Eye Pupil at Different Points. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 112 (778). с. 428–450. ISSN 0962-8452. doi:10.1098/rspb.1933.0020. 
  59. Stiles W. S. (1939). The Directional Sensitivity of the Retina and the Spectral Sensitivities of the Rods and Cones. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 127 (846). с. 64–105. ISSN 0962-8452. doi:10.1098/rspb.1939.0012. 
  60. Hecht S. (1937). Rods, Cones, and the Chemical Basis of Vision. Physiological Reviews 17 (2). с. 239–290. 
  61. а б в г д е Walls G.L. (1934). The reptilian retina. I. A new concept of visual cell evolution. American Journal of Ophthalmology 17 (10). с. 892–915. ISSN 00029394. doi:10.1016/S0002-9394(34)93309-2. 
  62. а б в г д е Walls, Gordon Lynn (1942). The Vertebrate Eye and Its Adaptive Radiation. Bloomfield Hills, Mich., Cranbrook Institute of Science. с. 818. 
  63. Underwood, Garth (1945). On the Classification and Evolution of Geckos. с. 492. 
  64. Underwood G. (1967). A Contribution to the Classification of Snakes. Trustees of the British Museum (Natural Histo-ry). с. 179. 
  65. Underwood G. (1968). Some suggestions concerning vertebrate visual cells. Vision Research 8 (4). с. 483–488. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(68)90117-X. 
  66. Underwood G. (1970). The eye. У Gans C. and Parsons T.S. Biology of the Reptilia 2. London & New York: Academic Press. с. 1–97. 
  67. а б Simões B., Sampaio F.L., Loew E.R., Sanders K.L., Fisher R.N.., Hart N.S., Hunt D.M., Partridge J.C., and Gower D. J. (2016). Multiple rod–cone and cone–rod photoreceptor transmutations in snakes: evidence from visual opsin gene expression. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 283 (1823). с. 20152624. ISSN 0962-8452. doi:10.1098/rspb.2015.2624. 
  68. Crescitelli F.The Photosensitive Retinal Pigment System of Gekko gekko. The Journal of General Physiolo-gy 47 (1). 1963. с. 33–52. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.47.1.33. 
  69. а б Kojima D., Okano T., Fukada Y., Shichida Y., Yoshizawa T. and Ebrey T. G. (1992). Cone visual pigments are present in gecko rod cells.. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 89 (15). с. 6841–6845. ISSN 0027-8424. doi:10.1073/pnas.89.15.6841. 
  70. Röll B.Gecko vision-visual cells, evolution, and ecological constraints.. Journal of Neurocytolo-gy 29 (7). 2000. с. 471–484. ISSN 03004864. doi:10.1023/A:1007293511912. 
  71. Yokoyama S. and Blow N.S. Molecular evolution of the cone visual pigments in the pure rod-retina of the nocturnal gecko, Gekko gek-ko. Gene 276 (1-2). 2001. с. 117–125. ISSN 03781119. doi:10.1016/S0378-1119(01)00643-6. 
  72. Munk O. and Rasmussen J. B. (1993). Note on the Rod-like Photoreceptors in the Retina of the Snake Telescopus fallax (Fleischmann, 1831). Acta Zoologica 74 (1). с. 9–13. ISSN 00017272. doi:10.1111/j.1463-6395.1993.tb01216.x. 
  73. Sillman AJ, Govardovskii VI, Rohlich P, Southard JA, and Loew ER The photoreceptors and visual pigments of the garter snake ( Thamnophis sirtalis ): a microspectrophotometric, scanning electron microscopic and immunocytochemical study. Journal of Comparative Physiology A: Sensory, Neural, and Behavioral Physiology 181 (2). 1997. с. 89–101. ISSN 0340-7594. doi:10.1007/s003590050096. 
  74. Sillman AJ, Carver JK, and Loew ER. The photoreceptors and visual pigments in the retina of a boid snake, the ball python (Python regius). Journal of Experimental Biology. 202 (Pt 14). 1999. с. 1931–8. PMID 10377274. 
  75. Yang CGY. (2010) « Rod-like properties of small single cones: transmutated photoreceptors of garter snakes (Thamnophis proximus).» (MSc thesis)
  76. а б Schott R, Yang C, Bhattacharyya N, Chan N, Xu M, Loew E, Morrow J, Muller J, and Chang BSW (2014) « Blue-shifted rhodopsin expressed in transmuted cones of the diurnal colubrid snake Thamnophis proximus.» In Annual Meeting of the Society of Molecular Biology and Evolution Abstracts, San Juan, Puerto Rico (Abstract)
  77. а б Schott R. K., Müller J., Yang C.G.Y., Bhattacharyya N., Chan N., Xu M., Morrow J.M., Ghenu A.-H., Loew E.R., Tropepe V., Chang B.S. W. (2016). Evolutionary transformation of rod photoreceptors in the all-cone retina of a diurnal garter snake. Proceedings of the National Academy of Sciences 113 (2). с. 356–361. ISSN 0027-8424. doi:10.1073/pnas.1513284113. 
  78. а б Bhattacharyya N., Darren B., Schott R.S., Tropepe V., Chang B. (2016). Cone-like rhodopsin expressed in the all cone retina of the colubrid pine snake as a potential adaptation to diurnality. BioRxiv. The preprint server for biology 113 (2). с. 356–361. ISSN 0027-8424. doi:10.1101/100792. 
  79. Yoshizawa T. and Fukada Y. (1993). Preparation and Characterization of Chicken Rod and Cone Pigments. У Hargrave P.A. Photoreceptor Cells. Methods in Neurosciences 15. Elsevier Science. с. 161–179. ISBN 978-1-4832-1754-3. 
  80. Wolf G. (2001). The discovery of the visual function of vitamin A.. The Journal of nutrition 131 (6). с. 1647–50. PMID 11385047. 
  81. Baumann C. (1977). Franz Boll.. Vision research 17 (11-12). с. 1267–8. PMID 345609. 
  82. Boll, F. (1876). Zur Anatomie und Physiologie der Retina. Monatsberichte der Königlichen Preussische Akademie des Wissenschaften zu Berlin (German). Königliche Akademie der Wissenschaften. с. 783–787. 
  83. Boll, F. (1877). Zur Anatomie und Physiologie der Retina.. У du Bois-Reymond, Emil. Archiv fur Physiologie (German). с. 4–37. 
  84. Boll, F. (1877). Zur Physiologie des Sehens und der Farbenempfindung. Monatsberichte der Königlichen Preussische Akademie des Wissenschaften zu Berlin (German). с. 2–7. 
  85. Kuhne W. (1878). Ueber den Sehpurpur. Untersuchungen aus dem Physiologischen Institute der Universität Heidelberg (German). Carl Winter. с. 15–103. 
  86. Kuhne W. (1878). Ueber lichtbeständige Farben der Netzhaut. Untersuchungen aus dem Physiologischen Institute der Universität Heidelberg. с. 341–369. 
  87. Kuhne W. (1879). Chemische Vorgänge in der Netzhaut. У Hermann L. Handbuch der physiologie. Vol. 3. Physiologie der sinnesorgane. F. C. W. Vogel. с. 235–341. 
  88. Wald G. (1933). Vitamin A in the Retina. Nature 132 (3330). с. 316–317. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/132316a0. 
  89. Wald G. (1935). Carotenoids and the visual cycle. The Journal of General Physiology 19 (2). с. 351–371. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.19.2.351. 
  90. Wald G. (1968). The Molecular Basis of Visual Excitation. Nature 219 (5156). с. 800–807. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/219800a0. 
  91. Wald G., Brown P. and Smith P.H. (1955). Iodopsin. The Journal of General Physiology 38 (5). с. 623–681. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.38.5.623. 
  92. Yoshizawa Toru and Wald G. (1967). Photochemistry of Iodopsin. Nature 214 (5088). с. 566–571. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/214566a0. 
  93. Wald G and Hubbard R (1950). The Synthesis of Rhodopsin from Vitamin A(1).. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 36 (2). с. 92–102. PMC 1063140. PMID 16588966. 
  94. Wald G. (1955). Visual Pigments and Vitamins A of the Clawed Toad, Xenopus laevis. Nature 175 (4452). с. 390–391. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/175390a0. 
  95. Hubbard R. and Wald G. (1952). Cis-trans isomers of vitamin A and retinene in the rhodopsin system. The Journal of General Physiology 36 (2). с. 269–315. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.36.2.269. 
  96. Hubbard R., Gregerman R.I. and Wald G. (1953). Geometrical isomers of retinene. The Journal of General Physiology 36 (3). с. 415–429. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.36.3.415. 
  97. Wald G. and Brown P.K. (1956). Synthesis and Bleaching of Rhodopsin. Nature 177 (4500). с. 174–176. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/177174a0. 
  98. MATTHEWS RG, HUBBARD R, BROWN PK, and WALD G. (1963). Tautomeric Forms of Metarhodopsin. The Journal of General Physiology 47 (2). с. 215–240. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.47.2.215. 
  99. Shichida Y. and Matsuyama T. (2009). Evolution of opsins and phototransduction. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences 364 (1531). с. 2881–2895. ISSN 0962-8436. doi:10.1098/rstb.2009.0051. 
  100. а б Whikehart, D.R. (2003). Biochemistry of the Eye. Butterworth-Heinemann. с. 319. ISBN 978-0-7506-7152-1. 
  101. Arshavsky V.Y., Lamb T.D. and Pugh E.N. (2002). G Proteins and Phototransduction. Annual Review of Physiology 64 (1). с. 153–187. ISSN 0066-4278. doi:10.1146/annurev.physiol.64.082701.102229. 
  102. Yau K.-W. and Hardie R.C. (2009). Phototransduction Motifs and Variations. Cell 139 (2). с. 246–264. ISSN 00928674. doi:10.1016/j.cell.2009.09.029. 
  103. Stratton J.A. (22 January 2007). Electromagnetic Theory. John Wiley & Sons. с. 615. ISBN 978-0-470-13153-4. 
  104. Loew, E. R. (1995). Determinants of visual pigment spectral location and photoreceptor cell. У Djamgoz M.B., Archer S., & Vallerga S. Neurobiology and Clinical Aspects of the Outer Retina. Springer. с. 56–78. ISBN 978-94-011-0533-0. 
  105. Partridge J.C. and Cummings M.E. (1999). Adaptation of visual pigments to the aquatic environmnet. У Archer S., Djamgoz M.B., Loew E. et al. Adaptive Mechanisms in the Ecology of Vision. Springer. с. 251–284. ISBN 978-94-017-0619-3. 
  106. Johnsen S. (19 January 2012). The Optics of Life: A Biologist's Guide to Light in Nature. Princeton University Press. с. 368. ISBN 1-4008-4066-X. 
  107. JURKOWITZ L, LOEB JN, BROWN PK, and WALD G (1959). Photochemical and Stereochemical Properties of Carotenoids at Low Temperatures. Nature 184 (4686). с. 614–624. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/184614a0. 
  108. Lamb T.D. (1995). Photoreceptor spectral sensitivities: Common shape in the long-wavelength region. Vision Research 35 (22). с. 3083–3091. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(95)00114-F. 
  109. Knowles A. and Dartnall H.J.A. (1977). The Photobiology of Vision. У Davson H. The Eye. Vol.2, part. 2. Academic Press. ISBN 978-0-12-206762-4. 
  110. Kochendoerfer G.G., Lin S.W., Sakmar T. P. and Mathies R.A. (1999). How color visual pigments are tuned. Trends in Biochemical Sciences 24 (8). с. 300–305. ISSN 09680004. doi:10.1016/S0968-0004(99)01432-2. 
  111. Govardovskii V.I., Fyhrquist N., Reuter T., Kuzmin D.G. and Donner K. (2000). In search of the visual pigment template. Visual Neuroscience 17 (4). с. 509–528. ISSN 09525238. doi:10.1017/S0952523800174036. 
  112. Bowmaker J.K. (1998). Visual Pigments and Molecular Genetics of Color Blindness.. News in physiological sciences 13. с. 63–69. PMID pmc= 11390764 pmc=. 
  113. Baylor D A, Nunn B J, and Schnapf J L (1987). Spectral sensitivity of cones of the monkey Macaca fascicularis.. The Journal of Physiology 390 (1). с. 145–160. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1987.sp016691. 
  114. Schnapf J. L., Kraft T. W., and Baylor D. A. (1987). Spectral sensitivity of human cone photoreceptors. Nature 325 (6103). с. 439–441. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/325439a0. 
  115. Schnapf J.L., Kraft T.W., Nunn B.J. and Baylor D.A. (2009). Spectral sensitivity of primate photoreceptors. Visual Neuroscience 1 (03). с. 255–261. ISSN 0952-5238. doi:10.1017/S0952523800001917. 
  116. а б Bowmaker J.K. (2008). Evolution of vertebrate visual pigments. Vision Research 48 (20). с. 2022–2041. ISSN 00426989. doi:10.1016/j.visres.2008.03.025. 
  117. а б Okano T, Kojima D, Fukada Y, Shichida Y, and Yoshizawa T (1992). Primary structures of chicken cone visual pigments: vertebrate rhodopsins have evolved out of cone visual pigments.. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 89 (13). с. 5932–6. PMC 402112. PMID 1385866. 
  118. а б Imamoto Y. and Shichida Y. (2014). Cone visual pigments. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 1837 (5). с. 664–673. ISSN 00052728. doi:10.1016/j.bbabio.2013.08.009. 
  119. Yokoyama S. (2000). Molecular evolution of vertebrate visual pigments. Progress in Retinal and Eye Research 19 (4). с. 385–419. ISSN 13509462. doi:10.1016/S1350-9462(00)00002-1. 
  120. Martin, Graham R. (30 March 2017). The Sensory Ecology of Birds. 320. OUP Oxford. ISBN 978-0-19-252054-8. 
  121. Fitzgibbon J1, Hope A, Slobodyanyuk SJ, Bellingham J, Bowmaker JK, and Hunt DM. (1995). The rhodopsin-encoding gene of bony fish lacks introns. Gene 164 (2). с. 273–277. ISSN 03781119. doi:10.1016/0378-1119(95)00458-I. 
  122. Hunt D.M., Carvalho L.S., Cowing J.A., Parry J. W. L. , Wilkie S.E., Davies W.L. and Bowmaker J.K. (2007). Spectral Tuning of Shortwave-sensitive Visual Pigments in Vertebrates. Photochemistry and Photobiology 83 (2). с. 303–310. ISSN 00318655. doi:10.1562/2006-06-27-IR-952. 
  123. а б Bridges C.D.B. (1972). The Rhodopsin-Porphyropsin Visual System. У Dartnall, H.J.A. Photochemistry of Vision. Springer. с. 417–480. ISBN 978-3-642-65066-6. 
  124. Hárosi F. I. (1994). An analysis of two spectral properties of vertebrate visual pigments. Vision Research 34 (11). с. 1359–1367. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(94)90134-1. 
  125. Parry J.W.L. and Bowmaker J.K. (2000). Visual pigment reconstitution in intact goldfish retina using synthetic retinaldehyde isomers. Vision Research 40 (17). с. 2241–2247. ISSN 00426989. doi:10.1016/S0042-6989(00)00101-2. 
  126. а б в Valberg, Arne (2007-02-03). Light Vision Color. John Wiley & Sons. с. 474. ISBN 978-0-470-01212-3. 
  127. а б Land M.F. and Nilsson D.-E. (1 March 2012). Animal Eyes. Oxford Animal Biology Series (вид. 2). Oxford University Press. с. 271. ISBN 978-0-19-958114-6. 
  128. Young Thomas (1802). On the Theory of Light and Colours. The Bakerian Lecture.. Philosophical Transactions of the Royal Society of London 92 (0). с. 12–48. ISSN 0261-0523. doi:10.1098/rstl.1802.0004. 
  129. Wright W.D. (1967). The rays are not coloured: essays on the science of vision and colour. Hilger. с. 154. 
  130. Rushton W. A. H. (1965). Visual Adaptation. The Ferrier Lecture, 1962. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 162 (986). с. 20–46. ISSN 0962-8452. doi:10.1098/rspb.1965.0024. 
  131. а б в Rushton W. A. H. (1972). Pigments and signals in colour vision. Review Lecture.. The Journal of Physiology 220 (3). с. 1–31. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1972.sp009719. 
  132. Naka K. I. and Rushton W. A. H. (1966). An attempt to analyse colour reception by electrophysiology. The Journal of Physiology 185 (3). с. 556–586. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1966.sp008002. 
  133. Mitchell D.E. and Rushton W.A.H. (1971). Visual pigments in dichromats. Vision Research 11 (10). с. 1033–1043. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(71)90110-6. 
  134. а б Brainard D.H. and Stockman A. (4 December 2009). Colorimetry. У Bass M. et al. Handbook of Optics. Volume III. Vision and Vision Optics (вид. 3). McGraw Hill Professional. с. 10.1–10.56. ISBN 978-0-07-162928-7. 
  135. Stockman A. and Sharpe L.T. (2001-05-28). Cone spectral sensitivities and color matching. У Gegenfurtner K.R. and Sharpe L. Color Vision: From Genes to Perception. Cambridge University Press. с. 53–88. ISBN 978-0-521-00439-8. 
  136. Copenhagen D.R., and Jahr C.E. (1989). Release of endogenous excitatory amino acids from turtle photoreceptors. Nature 341 (6242). с. 536–539. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/341536a0. 
  137. а б Hargrave P.A. and McDowell J.H. (1992). Rhodopsin and phototransduction: a model system for G protein-linked receptors.. The FASEB Journal 6 (6). с. 2323–31. PMID 1544542. 
  138. а б в Lamb T.D. (2015). Why rods and cones?. Eye 30 (2). с. 179–185. ISSN 0950-222X. doi:10.1038/eye.2015.236. 
  139. Bortoff A. (1964). Localization of slow potential responses in the Necturus retina. Vision Research 4 (11-12). с. 627–IN9. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(64)90048-3. 
  140. Трифонов, Юрий А. (1968). [Изучение синаптической передачи между фоторецептором и горизонтальной клеткой при помощи электрических раздражении сетчатки. Биофизика 13 (5). с. 809–17. PMID 4318318. 
  141. Toyoda J.-I., Nosaki H., and Tomita T. (1969). Light-induced resistance changes in single photoreceptors of necturus and gekko. Vision Research 9 (4). с. 453–463. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(69)90134-5. 
  142. а б Baylor D. A. and Fuortes M. G. F. (1970). Electrical responses of single cones in the retina of the turtle. The Journal of Physiology 207 (1). с. 77–92. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1970.sp009049. 
  143. а б Tomita T. (1970). Electrical activity of vertebrate photoreceptors. Quarterly Reviews of Biophysics 3 (02). с. 179. ISSN 0033-5835. doi:10.1017/S0033583500004571. 
  144. Schaeffer S. F. and Raviola E. (1978). Membrane recycling in the cone cell endings of the turtle retina. The Journal of Cell Biology 79 (3). с. 802–825. ISSN 0021-9525. doi:10.1083/jcb.79.3.802. 
  145. а б Hagins W.A., Penn R.D. and Yoshikami S. (1970). Dark Current and Photocurrent in Retinal Rods. Biophysical Journal 10 (5). с. 380–412. ISSN 00063495. doi:10.1016/S0006-3495(70)86308-1. 
  146. а б Baylor D.A., Nunn B.J. and Schnapf L. (1984). The photocurrent, noise and spectral sensitivity of rods of the monkey Macaca fascicularis.. The Journal of Physiology 357 (1). с. 575–607. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1984.sp015518. 
  147. Fesenko E.E., Kolesnikov S.S. and Lyubarsky A.L. (1985). Induction by cyclic GMP of cationic conductance in plasma membrane of retinal rod outer segment. Nature 313 (6000). с. 310–313. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/313310a0. 
  148. Yau K.-W. and Nakatani K. (1985). Light-suppressible, cyclic GMP-sensitive conductance in the plasma membrane of a truncated rod outer segment. Nature 317 (6034). с. 252–255. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/317252a0. 
  149. Bader C. R., Bertrand D., and Schwartz E. A. (1982). Voltage-activated and calcium-activated currents studied in solitary rod inner segments from the salamander retina. The Journal of Physiology 331 (1). с. 253–284. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1982.sp014372. 
  150. Hestrin S. (1987). The properties and function of inward rectification in rod photoreceptors of the tiger salamander.. The Journal of Physiology 390 (1). с. 319–333. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1987.sp016703. 
  151. Barnes S. and Hille B. (1989). Ionic channels of the inner segment of tiger salamander cone photoreceptors. The Journal of General Physiology 94 (4). с. 719–743. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.94.4.719. 
  152. Baylor D. A. and Hodgkin A. L. (1973). Detection and resolution of visual stimuli by turtle photoreceptors. The Journal of Physiology 234 (1). с. 163–198. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1973.sp010340. 
  153. а б в Schwartz E. A. (1973). Responses of single rods in the retina of the turtle. The Journal of Physiology 232 (3). с. 503–514. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1973.sp010283. 
  154. Werblin FS and Dowling JE (1969). Organization of the retina of the mudpuppy, Necturus maculosus. II. Intracellular recording.. Journal of Neurophysiology 32 (3). с. 339–55. PMID 4306897. 
  155. а б Okawa H., Sampath A.P., Laughlin S.B., and Fain G.L. (2008). ATP Consumption by Mammalian Rod Photoreceptors in Darkness and in Light. Current Biology 18 (24). с. 1917–1921. ISSN 09609822. doi:10.1016/j.cub.2008.10.029. 
  156. а б Jones G.J., Fein A., MacNichol E.F. Jr., and Cornwall M.C. (1993). Visual pigment bleaching in isolated salamander retinal cones. Microspectrophotometry and light adaptation. The Journal of General Physiology 102 (3). с. 483–502. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.102.3.483. 
  157. а б в Kenkre J. S., Moran N. A., Lamb T. D. and Mahroo O. A. R. (2005). Extremely rapid recovery of human cone circulating current at the extinction of bleaching exposures. The Journal of Physiology 567 (1). с. 95–112. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.2005.088468. 
  158. а б в Arshavsky V. Y. and Burns M. E. (2012). Photoreceptor Signaling: Supporting Vision across a Wide Range of Light Intensities. Journal of Biological Chemistry 287 (3). с. 1620–1626. ISSN 0021-9258. doi:10.1074/jbc.R111.305243. 
  159. а б Luo D.-G., Xue T. and Yau K.-W. (2008). How vision begins: An odyssey. Proceedings of the National Academy of Sciences 105 (29). с. 9855–9862. ISSN 0027-8424. doi:10.1073/pnas.0708405105. 
  160. Bowmaker JK, Dartnall HJA, and Mollon JD. (1980). Microspectrophotometric demonstration of four classes of photoreceptor in an old world primate, Macaca fascicularis.. The Journal of Physiology 298 (1). с. 131–143. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1980.sp013071. 
  161. Schoenwolf G. C., Bleyl S.B., Brauer P.R. & Francis-West P.H. (2014-12-01). Chapter19. Development of the Eyes. Larsen's Human Embryology E-Book. Elsevier. с. 576. ISBN 978-1-4557-2791-9. 
  162. Ahnelt P.K. and Kolb H. (2000). The mammalian photoreceptor mosaic-adaptive design. Progress in Retinal and Eye Research 19 (6). с. 711–777. ISSN 13509462. doi:10.1016/S1350-9462(00)00012-4. 
  163. Curcio C., Sloan K., Packer O., Hendrickson A. and Kalina R. (1987). Distribution of cones in human and monkey retina: individual variability and radial asymmetry. Science 236 (4801). с. 579–582. ISSN 0036-8075. doi:10.1126/science.3576186. 
  164. Jeon CJ, Strettoi E, and Masland RH (1998). The major cell populations of the mouse retina.. Journal of Neuroscience 18 (21). с. 8936–46. PMID 9786999. 
  165. а б Ebrey T.G. and Kumauchi M. (2006-03-06). Visual Pigments as Photoreceptors. У Briggs W.R. & Spudich J.L. Handbook of Photosensory Recep-tors. John Wiley & Sons. с. 43–72. ISBN 978-3-527-60485-2. 
  166. Sharpe LT, Stockman A, Jagle H, and Nathans J. (2001-05-28). Opsin genes, cone photopigments, color vision, and color blindness. У Gegenfurtner K.R. and Sharpe L. Color Vision: From Genes to Perception. Cambridge University Press. с. 3–52. ISBN 978-0-521-00439-8. 
  167. Mollon J. D. (1977). The oddity of blue. Nature 268 (5621). с. 587–588. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/268587a0. 
  168. Schwalbe, G. (1874). Mikroskopische Anatomie der Sehnerven, der Netzhaut und des Glaskörpers. У Graefe A. & Saemisch T. Handbuch der gesammten Augenheilkunde: Anatomie und Physiologie (German). Wilhelm Engelmann. с. 321–479. 
  169. а б Luo D.-G., Yue W. W. S., Ala-Laurila P., and Yau K.-W. (2011). Activation of Visual Pigments by Light and Heat. Science 332 (6035). с. 1307–1312. ISSN 0036-8075. doi:10.1126/science.1200172. 
  170. Arey L.B.Changes in the rod-visual cells of the frog due to the action of light. The Journal of Comparative Neurology 26 (4). 1916. с. 429–442. ISSN 0021-9967. doi:10.1002/cne.900260406. 
  171. Nilsson S.E.G.An electron microscopic classification of the retinal receptors of the leopard frog (Rana pipiens). Journal of Ultrastructure Research 10 (5-6). 1964. с. 390–416. ISSN 00225320. doi:10.1016/S0022-5320(64)80018-6. 
  172. а б Donner K. O. and Reuter T. (1976). Visual Pigments and Photoreceptor Function. У Llinas R. & Precht W. Frog Neurobiology: A Handbook. Springer. с. 251–277. ISBN 978-3-642-66316-1. 
  173. Denton E. J. and Wyllie J. H.Study of the photosensitive pigments in the pink and green rods of the frog. The Journal of Physiology 127 (1). 1955. с. 81–89. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1955.sp005239. 
  174. Dartnall H.J.A.The visual pigment of the green rods. Vision Research 7 (1-2). 1967. с. 1–16. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(67)90022-3. 
  175. Roth, Gerhard (1987). Visual Behavior in Salamanders. Studies of Brain Function 14. Springer. с. 301. ISBN 978-3-642-72713-9. 
  176. Harosi F. (1975). Absorption spectra and linear dichroism of some amphibian photoreceptors. The Journal of General Physiology 66 (3). с. 357–382. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.66.3.357. 
  177. Makino C.L., Groesbeek M., Lugtenburg J., and Baylor D.A. (1999). Spectral Tuning in Salamander Visual Pigments Studied with Dihydroretinal Chromophores. Biophysical Journal 77 (2). с. 1024–1035. ISSN 00063495. doi:10.1016/S0006-3495(99)76953-5. 
  178. Miller W.H. and Snyder A.W. (1972). Optical function of myoids. Vision Research 12 (11). с. 1841–1848. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(72)90074-0. 
  179. Govardovskii V.I. and Reuter T. (2014). Why do green rods of frog and toad retinas look green?. Journal of Comparative Physiology A 200 (9). с. 823–835. ISSN 0340-7594. doi:10.1007/s00359-014-0925-z. 
  180. Liebman P.A. and Entine G. (1968). Visual pigments of frog and tadpole (Rana pipiens). Vision Research 8 (7). с. 761–IN7. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(68)90128-4. 
  181. Zhang J. and Wu S.M. (2009). Immunocytochemical analysis of photoreceptors in the tiger salamander retina. Vision Research 49 (1). с. 64–73. ISSN 00426989. doi:10.1016/j.visres.2008.09.031. 
  182. Hisatomi O., Takahashi Y, Taniguchi Y, Tsukahara Y, Tokunaga F. (1999). Primary structure of a visual pigment in bullfrog green rods. FEBS Letters 447 (1). с. 44–48. ISSN 00145793. doi:10.1016/S0014-5793(99)00209-4. 
  183. а б в Ma J, Znoiko S, Othersen KL, Ryan JC, Das J, Isayama T, Kono M, Oprian DD, Corson DW, Cornwall MC, Cameron DA, Harosi FI, Makino CL, and Crouch RK. (2001). A Visual Pigment Expressed in Both Rod and Cone Photoreceptors. Neuron 32 (3). с. 451–461. ISSN 08966273. doi:10.1016/S0896-6273(01)00482-2. 
  184. Darden AG, Wu BX, Znoiko SL, Hazard ES 3rd, Kono M, Crouch RK, and Ma JX. (2003). A novel Xenopus SWS2, P434 visual pigment: structure, cellular location, and spectral analyses.. Molecular Vision 9. с. 191–9. PMID 12764253. 
  185. Reuter T. (1966). The synthesis of photosensitive pigments in the rods of the frog's retina. Vision Research 6 (1-2). с. 15–38. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(66)90011-3. 
  186. Dartnall H.J.A. (1967). The visual pigment of the green rods. Vision Research 7 (1-2). с. 1–16. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(67)90022-3. 
  187. Matthews G. (1984). Dark noise in the outer segment membrane current of green rod photoreceptors from toad retina.. The Journal of Physiology 349 (1). с. 607–618. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1984.sp015176. 
  188. а б Lamb T.D. (2013). Evolution of phototransduction, vertebrate photoreceptors and retina. Progress in Retinal and Eye Research 36. с. 52–119. ISSN 13509462. doi:10.1016/j.preteyeres.2013.06.001. 
  189. Donner K. (1992). Noise and the absolute thresholds of cone and rod vision. Vision Research 32 (5). с. 853–866. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(92)90028-H. 
  190. Muntz W. R. A. (1962). Effectiveness of different colors of light in releasing positive phototactic behavior of frogs, and a possible function of retinal projection to diencephalon. Journal of Neurophysiology 25 (4893). с. 712–720. 
  191. Muntz W. R. A. (1963). Phototaxis and Green Rods in Urodeles. Nature 199 (4893). с. 620–620. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/199620a0. 
  192. а б Ali M. A. and Klyne M.A. (1985). Vision in Vertebrates. Springer. с. 272. ISBN 978-1-4684-9129-6. 
  193. а б в Wagner, Hans-Joachim (1978). Cell Types and Connectivity Patterns in Mosaic Retinas. Springer. с. 84. ISBN 978-3-642-67071-8. 
  194. Cameron D.A. and Easter S.S. (1995). Cone photoreceptor regeneration in adult fish retina: phenotypic determination and mosaic pattern formation. Journal of Neuroscience 15 (3 Pt 2). с. 2255–71. PMID 7891164. 
  195. Heß Martin (2009). Triple cones in the retinae of three anchovy species: Engraulis encrasicolus, Cetengraulis mysticetus and Anchovia macrolepidota (Engraulididae, Teleostei). Vision Research 49 (12). с. 1569–1582. ISSN 00426989. doi:10.1016/j.visres.2009.03.016. 
  196. а б Bowmaker J.K. (2012-04-19). Evolution of the vertebrate eye. У Lazareva O.G., Shimizu T. & Wasserman E.A. How Animals See the World: Comparative Behavior, Biology, and Evolution of Vision. Oxford University Press. с. 441–472. ISBN 978-0-19-533465-4. 
  197. а б Lyall A.H. (1957). Cone Arrangements in Teleost Retinae. Journal of Microscopical Science 98. с. 189–201. 
  198. а б Engström K. (1963). Cone Types and Cone Arrangements in Teleost Retinae. Acta Zoologica 44 (1-2). с. 179–243. ISSN 00017272. doi:10.1111/j.1463-6395.1963.tb00408.x. 
  199. а б в Wagner H.-J. (1990). Retinal structure of fishes. У Douglas R. & Djamgoz M. The Visual System of Fish. Springer. с. 109–157. ISBN 978-94-009-0411-8. 
  200. Ali MA, Hárosi FI, and Wagner HJ (1978). Photoreceptors and visual pigments in a cichlid fish, Nannacara anomala.. Sensory processes 2 (2). с. 130–45. PMID 715468. 
  201. Flamarique I.N., Hawryshyn C. W., and Hárosi F.I. (1998). Double-cone internal reflection as a basis for polarization detection in fish. Journal of the Optical Society of America A 15 (2). с. 349. ISSN 1084-7529. doi:10.1364/JOSAA.15.000349. 
  202. Hawryshyn, Craig W. (2000). Ultraviolet polarization vision in fishes: possible mechanisms for coding e-vector. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences 355 (1401). с. 1187–1190. ISSN 0962-8436. doi:10.1098/rstb.2000.0664. 
  203. а б Roberts N.W. (2014-10-30). Polarisation Vision of Fishes. У Horváth G. Polarized Light and Polarization Vision in Animal Sciences. Springer Series in Vision Research 2. Springer. с. 225–247. ISBN 978-3-642-54718-8. 
  204. Cameron D.A. and Pugh E.N. (1991). Double cones as a basis for a new type of polarization vision in vertebrates. Nature 353 (6340). с. 161–164. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/353161a0. 
  205. а б Rowe M. P., Engheta N., Easter S. S. and Pugh E. N. (1994). Graded-index model of a fish double cone exhibits differential polarization sensitivity. Journal of the Optical Society of America A 11 (1). с. 55. ISSN 1084-7529. doi:10.1364/JOSAA.11.000055. 
  206. Flamarique I.N. and Hawryshyn C.W. (1997). No Evidence of Polarization Sensitivity in Freshwater Sunfish from Multi-unit Optic Nerve Recordings. Vision Research 37 (8). с. 967–973. ISSN 00426989. doi:10.1016/S0042-6989(96)00243-X. 
  207. Roberts N.W. and Needham M.G. (2007). A Mechanism of Polarized Light Sensitivity in Cone Photoreceptors of the Goldfish Carassius auratus. Biophysical Journal 93 (9). с. 3241–3248. ISSN 00063495. doi:10.1529/biophysj.107.112292. 
  208. Loew E.R. and Lythgoe J.N. (1978). The ecology of cone pigments in teleost fishes. Vision Research 18 (6). с. 715–722. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(78)90150-5. 
  209. Levine J. S. & MacNichol Jr, E. F. (June 1979). Visual pigments in teleost fishes: effects of habitat, microhabitat, and behavior on visual system evolution. Sensory processes 3 (2). с. 95–131. PMID 545702. 
  210. Fang M, Li J, Wai SM, Kwong WH, Kung LS, and Yew DT. (2009). Retinal twin cones or retinal double cones in fish: misnomer or different morphological forms?. International Journal of Neuroscience 115 (7). с. 981–987. ISSN 0020-7454. doi:10.1080/00207450590901422. 
  211. Burkhardt D.A., Hassin G., Levine J.S. and MacNichol E.F. (1980). Electrical responses and photopigments of twin cones in the retina of the walleye.. The Journal of Physiology 309 (1). с. 215–228. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1980.sp013505. 
  212. Marchiafava P. L. (1985). Cell Coupling in Double Cones of the Fish Retina. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 226 (1243). с. 211–215. ISSN 0962-8452. doi:10.1098/rspb.1985.0091. 
  213. Miller James L. and Korenbrot J.I. (1993). Phototransduction and adaptation in rods, single cones, and twin cones of the striped bass retina: A comparative study. Visual Neuroscience 10 (04). с. 653–667. ISSN 0952-5238. doi:10.1017/S0952523800005356. 
  214. Bowmaker JK , Govardovskii VI , Shukolyukov SA , Zueva LV , Hunt DM , Sideleva VG , and Smirnova OG (1994). Visual pigments and the photic environment: The cottoid fish of Lake Baikal. Vision Research 34 (5). с. 591–605. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(94)90015-9. 
  215. Osorio D. and Vorobyev M. (2005). Photoreceptor sectral sensitivities in terrestrial animals: adaptations for luminance and colour vision. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 272 (1574). с. 1745–1752. ISSN 0962-8452. doi:10.1098/rspb.2005.3156. 
  216. Jones C.D. and Osorio D. (2004). Discrimination of oriented visual textures by poultry chicks. Vision Research 44 (1). с. 83–89. ISSN 00426989. doi:10.1016/j.visres.2003.08.014. 
  217. Hart N. (2001). Variations in cone photoreceptor abundance and the visual ecology of birds. Journal of Comparative Physiology A: Sensory, Neural, and Behavioral Physiology 187 (9). с. 685–697. ISSN 0340-7594. doi:10.1007/s00359-001-0240-3. 
  218. Hart N.S. (2001). The Visual Ecology of Avian Photoreceptors. Progress in Retinal and Eye Research 20 (5). с. 675–703. ISSN 13509462. doi:10.1016/S1350-9462(01)00009-X. 
  219. Hart Nathan S. and Hunt David M. (2007). Avian Visual Pigments: Characteristics, Spectral Tuning, and Evolution. The American Naturalist 169 (S1). с. S7–S26. ISSN 0003-0147. doi:10.1086/510141. 
  220. Schmidt W. J. (1935). Doppelbrechung, Dichroismus und Feinbau des Aussengliedes der Sehzellen vom Frosch. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie 22 (4). с. 485–522. ISSN 0302-766X. doi:10.1007/BF00549049. 
  221. Schmidt W. J. (1938). Polarisationsoptische Analyse eines Eiweiß-Lipoid-Systems, erläutert am Außenglied der Sehzellen. Kolloidzeitschrift 85 (2-3). с. 137–148. ISSN 0303-402X. doi:10.1007/BF01519261. 
  222. Sjöstrand Fritiof S. (1949). An electron microscope study of the retinal rods of the guinea pig eye. Journal of Cellular and Comparative Physiology 33 (3). с. 383–403. ISSN 00959898. doi:10.1002/jcp.1030330309. 
  223. Sjöstrand Fritiof S. (1953). The ultrastructure of the outer segments of rods and cones of the eye as revealed by the electron microscope. Journal of Cellular and Comparative Physiology 42 (1). с. 15–44. ISSN 00959898. doi:10.1002/jcp.1030420103. 
  224. Sjöstrand Fritiof S. (1953). The ultrastructure of the inner segments of the retinal rods of the guinea pig eye as revealed by electron microscopy. Journal of Cellular and Comparative Physiology 42 (1). с. 45–70. ISSN 00959898. doi:10.1002/jcp.1030420104. 
  225. Daemen Frans J.M. (1973). Vertebrate rod outer segment membranes. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reviews on Biomembranes 300 (3). с. 255–288. ISSN 03044157. doi:10.1016/0304-4157(73)90006-3. 
  226. а б De Robertis E. (1956). Electron microscope observations on the submicroscopic organization of the retinal rods. The Journal of Cell Biology 2 (3). с. 319–330. ISSN 0021-9525. doi:10.1083/jcb.2.3.319. 
  227. Cohen Adolph I. (1961). The fine structure of the extrafoveal receptors of the rhesus monkey. Experimental Eye Research 1 (2). с. 128–IN16. ISSN 00144835. doi:10.1016/S0014-4835(61)80018-3. 
  228. Cohen Adolph I. (1963). Vertebrate retinal cells and their organization. Biological Reviews 38 (4). с. 427–459. ISSN 1464-7931. doi:10.1111/j.1469-185X.1963.tb00789.x. 
  229. Dowling J. E. (1965). Foveal Receptors of the Monkey Retina: Fine Structure. Science 147 (3653). с. 57–59. ISSN 0036-8075. doi:10.1126/science.147.3653.57. 
  230. Wolken Jerome J. (1963). Structure and Molecular Organization of Retinal Photoreceptors. Journal of the Optical Society of America 53 (1). с. 1. ISSN 0030-3941. doi:10.1364/JOSA.53.000001. 
  231. а б в Nickell S., Park P.S., Baumeister W., and Palczewski K. (2007). Three-dimensional architecture of murine rod outer segments determined by cryoelectron tomography. The Journal of Cell Biology 177 (5). с. 917–925. ISSN 0021-9525. doi:10.1083/jcb.200612010. 
  232. Gilliam JC, Chang JT, Sandoval IM, Zhang Y, Li T, Pittler SJ, Chiu W, and Wensel TG. (2012). Three-Dimensional Architecture of the Rod Sensory Cilium and Its Disruption in Retinal Neurodegeneration. Cell 151 (5). с. 1029–1041. ISSN 00928674. doi:10.1016/j.cell.2012.10.038. 
  233. Hendrickson Anita and Drucker David (1992). The development of parafoveal and mid-peripheral human retina. Behavioural Brain Research 49 (1). с. 21–31. ISSN 01664328. doi:10.1016/S0166-4328(05)80191-3. 
  234. Carter-Dawson L. D. and Lavail M.M. (1979). Rods and cones in the mouse retina. I. Structural analysis using light and electron microscopy. The Journal of Comparative Neurology 188 (2). с. 245–262. ISSN 0021-9967. doi:10.1002/cne.901880204. 
  235. а б в Hárosi F.I. and Novales F.I. (2012). Functional significance of the taper of vertebrate cone photoreceptors. The Journal of General Physiology 139 (2). с. 159–187. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.201110692. 
  236. а б в г д Chen Jeannie and Sampath Alapakkam P. (1 November 2012). Chapter 14. Structure and Function of Rod and Cone Photoreceptors. У Stephen J. Ryan, Andrew P. Schachat, Charles P. Wilkinson, David R. Hinton, SriniVas R. Sadda, Peter Wiedemann. Retina. Vol. 1. Elsevier Health Sciences. с. 342–359. ISBN 1-4557-3780-1. 
  237. Mustafi D, Engel AH, and Palczewski K. (2009). Structure of cone photoreceptors. Progress in Retinal and Eye Research 28 (4). с. 289–302. ISSN 13509462. doi:10.1016/j.preteyeres.2009.05.003. 
  238. а б Palczewski K. (2011). Chemistry and Biology of Vision. Journal of Biological Chemistry 287 (3). с. 1612–1619. ISSN 0021-9258. doi:10.1074/jbc.R111.301150. 
  239. Reingruber J., Holcman D., and Fain G.L. (2015). How rods respond to single photons: Key adaptations of a G-protein cascade that enable vision at the physical limit of perception. BioEssays 37 (11). с. 1243–1252. ISSN 02659247. doi:10.1002/bies.201500081. 
  240. Oldham W.M. and Hamm H.E. (2008). Heterotrimeric G protein activation by G-protein-coupled receptors. Nature Reviews Molecular Cell Biology 9 (1). с. 60–71. ISSN 1471-0072. doi:10.1038/nrm2299. 
  241. Liang Y., Fotiadis D., Maeda T., Maeda A., Modzelewska A., Filipek S., Saperstein D. A., Engel A. and Palczewski K. (2004). Rhodopsin Signaling and Organization in Heterozygote Rhodopsin Knockout Mice. Journal of Biological Chemistry 279 (46). с. 48189–48196. ISSN 0021-9258. doi:10.1074/jbc.M408362200. 
  242. Mayhew T. M. and Astle D. (1997). Photoreceptor number and outer segment disk membrane surface area in the retina of the rat: stereological data for whole organ and average photoreceptor cell. Journal of Neurocytology 26 (1). с. 53–61. ISSN 03004864. doi:10.1023/A:1018563409196. 
  243. Liebman P.A. and Entine G. (1974). Lateral Diffusion of Visual Pigment in Photoreceptor Disk Membranes. Science 185 (4149). с. 457–459. ISSN 0036-8075. doi:10.1126/science.185.4149.457. 
  244. Fotiadis D., Liang Y., Filipek S., Saperstein D.A., Engel A., and Palczewski K. (2003). Atomic-force microscopy: Rhodopsin dimers in native disc membranes. Nature 421 (6919). с. 127–128. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/421127a. 
  245. Liang Y., Fotiadis D., Filipek S., Saperstein D. A. Palczewski K., and Engel A. (2003). Organization of the G Protein-coupled Receptors Rhodopsin and Opsin in Native Membranes. Journal of Biological Chemistry 278 (24). с. 21655–21662. ISSN 0021-9258. doi:10.1074/jbc.M302536200. 
  246. Gunkel M., Schöneberg J., Alkhaldi W., Irsen S., Noé F., Kaupp U.B., and Al-Amoudi A. (2015). Higher-Order Architecture of Rhodopsin in Intact Photoreceptors and Its Implication for Phototransduction Kinetics. Structure 23 (4). с. 628–638. ISSN 09692126. doi:10.1016/j.str.2015.01.015. 
  247. Fu Y. and Yau K.-W. (2007). Phototransduction in mouse rods and cones. Pflügers Archiv - European Journal of Physiology 454 (5). с. 805–819. ISSN 0031-6768. doi:10.1007/s00424-006-0194-y. 
  248. Nakatani K. and Yau K W (1988). Calcium and magnesium fluxes across the plasma membrane of the toad rod outer segment.. The Journal of Physiology 395 (1). с. 695–729. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1988.sp016942. 
  249. Picones A. and Korenbrot J.I. (1995). Permeability and interaction of Ca2+ with cGMP-gated ion channels differ in retinal rod and cone photoreceptors. Biophysical Journal 69 (1). с. 120–127. ISSN 00063495. doi:10.1016/S0006-3495(95)79881-2. 
  250. Pugh E.N. and Lamb T.D. (1993). Amplification and kinetics of the activation steps in phototransduction. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 1141 (2-3). с. 111–149. ISSN 00052728. doi:10.1016/0005-2728(93)90038-H. 
  251. Karpen Jeffrey W. and Ruiz MariaLuisa (1997). Single cyclic nucleotide-gated channels locked in different ligand-bound states. Nature 389 (6649). с. 389–392. ISSN 00280836. doi:10.1038/38744. 
  252. Yau King-Wai and Nakatani Kei (1984). Electrogenic Na–Ca exchange in retinal rod outer segment. Nature 311 (5987). с. 661–663. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/311661a0. 
  253. а б Young R. W. (1967). The renewal of photoreceptor cell outer segments. The Journal of Cell Biology 33 (1). с. 61–72. ISSN 0021-9525. doi:10.1083/jcb.33.1.61. 
  254. Young RW (1969). A difference between rods and cones in the renewal of outer segment protein.. Investigative Ophthalmology & Visual Science 8 (2). с. 222–31. PMID 5777484. 
  255. LaVail .=M. M. (1973). Kinetics of rod outer segment renewal in the developing mouse retina. The Journal of Cell Biology 58 (3). с. 650–661. ISSN 0021-9525. doi:10.1083/jcb.58.3.650. 
  256. Besharse J., Hollyfield J., and Rayborn M. (1977). Photoreceptor outer segments: accelerated membrane renewal in rods after exposure to light. Science 196 (4289). с. 536–538. ISSN 0036-8075. doi:10.1126/science.300504. 
  257. а б в Young R. W. and Bok D. (1969). Participation of the retinal pigment epithelium in the rod outer segment renewal process. The Journal of Cell Biology 42 (2). с. 392–403. ISSN 0021-9525. doi:10.1083/jcb.42.2.392. 
  258. Hogan M. J., Wood I., and Steinberg R.H. (1974). Phagocytosis by pigment epithelium of human retinal cones. Nature 252 (5481). с. 305–307. ISSN 0028-0836. doi:10.1038/252305a0. 
  259. Anderson DH, Fisher SK, Steinberg RH (1978). Mammalian cones: disc shedding, phagocytosis, and renewal.. Investigative Ophthalmology & Visual Science 17 (2). с. 117–33. PMID 415019. 
  260. а б Kevany B. M. and Palczewski K. (2010). Phagocytosis of Retinal Rod and Cone Photoreceptors. Physiology 25 (1). с. 8–15. ISSN 1548-9213. doi:10.1152/physiol.00038.2009. 
  261. Bok D. (1993). The retinal pigment epithelium: a versatile partner in vision. Journal of Cell Science 1993 (Supplement 17). с. 189–195. ISSN 0021-9533. doi:10.1242/jcs.1993.Supplement_17.27. 
  262. Merriman D.K., Sajdak B.S., Li W., and Jones B.W. (2016). Seasonal and post-trauma remodeling in cone-dominant ground squirrel retina. Experimental Eye Research 150. с. 90–105. ISSN 00144835. doi:10.1016/j.exer.2016.01.011. 
  263. а б в Remé C.E. and Young R.W. (1977). The effects of hibernation on cone visual cells in the ground squirrel.. Investigative Ophthalmology & Visual Science 16 (9). с. 815–40. PMID 893032. 
  264. а б Kuwabara T. (1975). Cytologic changes of the retina and pigment epithelium during hibernation.. Investigative Ophthalmology & Visual Science 14 (6). с. 457–67. PMID 166050. 
  265. Gruber A.R., Betts K.E., Lewis G.P., Fisher S.K., and Vaughan D.K. (2006). Photoreceptor Antigens Are Altered During Seasonal Hibernation of a Cone–Dominant Rodent. ARVO Annual Meeting Abstract. Investigative Ophthalmology & Visual Science 47 (2845). с. 915–8. 
  266. Ames III Adelbert (1992). Energy requirements of CNS cells as related to their function and to their vulnerability to ischemia: a commentary based on studies on retina. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology 70 (S1). с. S158–S164. ISSN 0008-4212. doi:10.1139/y92-257. 
  267. Vohnsen B., Iglesias I. and Artal P. (2005). Guided light and diffraction model of human-eye photoreceptors. Journal of the Optical Society of America A 22 (11). с. 2318. ISSN 1084-7529. doi:10.1364/JOSAA.22.002318. 
  268. Baylor D.A. and Fettiplace R. (1975). Light path and photon capture in turtle photoreceptors.. The Journal of Physiology 248 (2). с. 433–464. ISSN 00223751. doi:10.1113/jphysiol.1975.sp010983. 
  269. а б Wilby, David (December 2014). Optics and Photoreception in the Avian Retina (PhD the-sis). University of Bristol. doi:10.13140/RG.2.2.18130.15043. 
  270. а б Hoang Q.V., Linsenmeier R.A., Chung C.K. and Curcio C.A. (2002). Photoreceptor inner segments in monkey and human retina: Mitochondrial density, optics, and regional variation. Visual Neuroscience 19 (04). с. 395–407. ISSN 0952-5238. doi:10.1017/S0952523802194028. 
  271. Zuckerman, R. and Weiter, J.J. (1980). Oxygen transport in the bullfrog retina. Experimental Eye Research 30 (2). с. 117–127. ISSN 00144835. doi:10.1016/0014-4835(80)90106-2. 
  272. Linsenmeier R. A. (1986). Effects of light and darkness on oxygen distribution and consumption in the cat retina. The Journal of General Physiology 88 (4). с. 521–542. ISSN 0022-1295. doi:10.1085/jgp.88.4.521. 
  273. Linsenmeier, Robert A. (31 December 2007). Chapter 13. Retinal Bioengineering. У He, Bin. Neural Engineering (вид. 1). Springer. с. 458–461. ISBN 978-0-306-48610-4. 
  274. Kageyama GH and Wong-Riley MT (1984). The histochemical localization of cytochrome oxidase in the retina and lateral geniculate nucleus of the ferret, cat, and monkey, with particular reference to retinal mosaics and ON/OFF-center visual channels.. Journal of Neuroscience 4 (10). с. 2445–59. PMID 6092560. 
  275. Ahmed J, Braun RD, Dunn R and Linsenmeier RA (1993). Oxygen distribution in the macaque retina.. Investigative Ophthalmology & Visual Science 34 (3). с. 516–21. PMID 8449672. 
  276. Kimble, E.A., Svoboda, R.A. and Ostroy, S.E. (1980). Oxygen consumption and ATP changes of the vertebrate photoreceptor. Experimental Eye Re-search 31 (3). с. 271–288. ISSN 00144835. doi:10.1016/S0014-4835(80)80037-6. 
  277. Ames A, Li YY, Heher EC, and Kimble CR (1992). Energy metabolism of rabbit retina as related to function: high cost of Na+ transport.. Journal of Neuroscience 12 (3). с. 840–53. PMID 1312136. 
  278. Haugh-Scheidt L.M., Griff E.R. and Linsenmeier R.A. (1995). Light-evoked oxygen responses in the isolated toad retina. Experimental Eye Re-search 61 (1). с. 73–81. ISSN 00144835. doi:10.1016/S0014-4835(95)80060-3. 
  279. Enoch Jay (1964). Physical properties of the retinal receptor and response of retinal receptors.. Psychological Bulletin 61 (4). с. 242–251. ISSN 0033-2909. doi:10.1037/h0047646. 
  280. Snyder Allan W. and Pask Colin (1973). The Stiles-Crawford effect—explanation and consequences. Vision Research 13 (6). с. 1115–1137. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(73)90148-X. 
  281. Sidman R. L. (1957). The structure and concentration of solids in photoreceptor cells studied by refractometry and interference microscopy. Journal of Biophysical and Biochemical Cytology 3 (1). с. 15–30. ISSN 0021-9525. doi:10.1083/jcb.3.1.15. 
  282. Enoch Jay M. (1961). Visualization of Wave-Guide Modes in Retinal Receptors. American Journal of Ophthalmology 51 (5). с. 1107/235–1118/246. ISSN 00029394. doi:10.1016/0002-9394(61)91800-1. 
  283. Говардовский В.И., Голованевский Э.И., Зуева Л.В., Васильева И.Л. (1981). Роль клеточных органоидов в оптике фоторецепторов (исследование на СВЧ-моделях). Журнал эволюционной биохимии и физиологии 17 (5). с. 492–7. PMID 7293565. 
  284. Rowe M.P., Engheta N., Corless J.M., and Pugh Jr., E.N. (1997). Refractive Index Gradients in Sunfish Cones. У Lakshminarayanan, V. Basic and Clinical Applications of Vision Science: The Professor Jay M. Enoch Festschrift Volume. Documenta Ophthalmologica Proceedings Series. Vol. 60. Springer. с. 51–55. ISBN 978-94-011-5698-1. 
  285. Miller W.H. and Bernard G.D. (1983). Averaging over the foveal receptor aperture curtails aliasing. Vision Re-search 23 (12). с. 1365–1369. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(83)90147-5. 
  286. а б в г Carter-Dawson Louvenia D. and Lavail Matthew M. (1979). Rods and cones in the mouse retina. I. Structural analysis using light and electron microscopy. The Journal of Comparative Neurology 188 (2). с. 245–262. ISSN 0021-9967. doi:10.1002/cne.901880204. 
  287. а б Knabe W., Skatchkov S., and Kuhn H.-J. (1997). “Lens Mitochondria” in the Retinal Cones of the Tree-shrew Tupaia belangeri. Vision Research 37 (3). с. 267–271. ISSN 00426989. doi:10.1016/S0042-6989(96)00199-X. 
  288. Lluch S., López-Fuster M.J. and Ventura J. (2003). Giant mitochondria in the retina cone inner seg-ments of shrews of genus Sorex (Insectivora, Soricidae). The Anatomical Record Part A: Discoveries in Molecular, Cellular, and Evolutionary Biology 272A (2). с. 484–490. ISSN 15524884. doi:10.1002/ar.a.10066. 
  289. Wilby D., Toomey M.B., Olsson P., Frederiksen R., Cornwall M.C., Oulton R., Kelber A., Corbo J. C., and Roberts N.W. (2015). Optics of cone photoreceptors in the chicken (Gallus gallus domesticus). Journal of The Royal Society Interface 12 (111). с. 20150591. ISSN 1742-5689. doi:10.1098/rsif.2015.0591. 
  290. а б Barbour H.R., Archer M.A., Hart N.S., Thomas N., Dunlop S.A., Beazley L.D., and Shand J. (2002). Retinal characteristics of the ornate dragon lizard, Ctenophorus ornatus. The Journal of Comparative Neurology 450 (4). с. 334–344. ISSN 0021-9967. doi:10.1002/cne.10308. 
  291. а б Collin S.P., Potter I. C. and Braekevelt C.R. (1999). The Ocular Morphology of the Southern Hemisphere Lamprey Geotria australis Gray, with Special Reference to Optical Specialisations and the Characterisation and Phylogeny of Photoreceptor Types. Brain, Behavior and Evolution 54 (2). с. 96–118. ISSN 1421-9743. doi:10.1159/000006616. 
  292. Remington Lee Ann (29 July 2011). Clinical Anatomy of the Visual System. Elsevier Health Sciences. ISBN 1-4557-2777-6. 
  293. Fine BS and Zimmerman LE (1963). Observations on the rod and cone layer of the retina. A light and electron microscopic study.. Investigative ophthalmology 2. с. 446–59. PMID 14069754. 
  294. Collin S.P., Hart N.S., Shand J., and Potter I.C. (2003). Morphology and spectral absorption characteristics of retinal photoreceptors in the southern hemisphere lamprey (Geotria australis). Visual Neuroscience 20 (02). с. 119–130. ISSN 0952-5238. doi:10.1017/S0952523803202030. 
  295. Bailes H.J., Robinson S.R., Trezise A.E.O., and Collin S.P. (2006). Morphology, characterization, and distribution of retinal photoreceptors in the Australian lungfishNeoceratodus forsteri (Krefft, 1870). The Journal of Comparative Neurology 494 (3). с. 381–397. ISSN 0021-9967. doi:10.1002/cne.20809. 
  296. Collin S.P. and Trezise A.EO. (2004). The origins of colour vision in vertebrates. Clinical and Experimental Optometry 87 (4-5). с. 217–223. ISSN 08164622. doi:10.1111/j.1444-0938.2004.tb05051.x. 
  297. Vorobyev M. (2003). Coloured oil droplets enhance colour discrimination. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 270 (1521). с. 1255–1261. ISSN 0962-8452. doi:10.1098/rspb.2003.2381. 
  298. Hart N.S., Bailes H.J., Vorobyev M., Marshall N.J., and Collin S.P. (2008). Visual ecology of the Australian lungfish (Neoceratodus forsteri). BMC Ecology 8 (1). с. 21. ISSN 1472-6785. doi:10.1186/1472-6785-8-21. 
  299. Rachel R.A., Li T., and Swaroop A. (2012). Photoreceptor sensory cilia and ciliopathies: focus on CEP290, RPGR and their interacting proteins. Cilia 1 (1). с. 22. ISSN 2046-2530. doi:10.1186/2046-2530-1-22. 
  300. Falk N., Lösl M., Schröder N., and Gießl A. (2015). Specialized Cilia in Mammalian Sensory Systems. Cells 4 (3). с. 500–519. ISSN 2073-4409. doi:10.3390/cells4030500. 
  301. Insinna C. and Besharse J.C. (2008). Intraflagellar transport and the sensory outer segment of vertebrate photoreceptors. Developmental Dynamics 237 (8). с. 1982–1992. ISSN 10588388. doi:10.1002/dvdy.21554. 
  302. а б van Lommel, Alfons T.L. (6 December 2012). From Cells to Organs: A Histology Textbook and Atlas. Springer. с. 322. ISBN 978-1-4615-0353-8. 
  303. а б в г д е ж и к Solovei I., Kreysing M., Lanctôt C., Kösem S., Peichl L., Cremer T., Guck J, and Joffe B. (2009). Nuclear Architecture of Rod Photoreceptor Cells Adapts to Vision in Mammalian Evolution. Cell 137 (2). с. 356–368. ISSN 00928674. doi:10.1016/j.cell.2009.01.052. 
  304. Sokol S. (1970). Cortical and retinal spectral sensitivity of the hooded rat. Vision Research 10 (3). с. 253–262. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(70)90130-6. 
  305. LaVail M.M. and Hild W. (1971). Histotypic organization of the rat retina in vitro. Zeitschrift fur Zellforschung und Mikroskopische Anatomie 114 (4). с. 557–579. ISSN 0302-766X. doi:10.1007/BF00325640. 
  306. Cremer T. and Cremer C. (2001). Chromosome territories, nuclear architecture and gene regulation in mammalian cells. Nature Reviews Genetics 2 (4). с. 292–301. ISSN 14710056. doi:10.1038/35066075. 
  307. Chakalova L., Debrand E., Mitchell J.A., Osborne C.S. and Fraser P. (2005). Replication and transcription: Shaping the landscape of the genome. Nature Reviews Genetics 6 (9). с. 669–677. ISSN 1471-0056. doi:10.1038/nrg1673. 
  308. а б в Joffe B., Peichl L., Hendrickson A., Leonhardt H., and Solovei I. (2013). Diurnality and Nocturnality in Primates: An Analysis from the Rod Photoreceptor Nuclei Perspective. Evolutionary Biology. ISSN 0071-3260. doi:10.1007/s11692-013-9240-9. 
  309. Donati G., Santini L., Razafindramanana J., Boitani L., and Borgognini-Tarli S. (2013). (Un-)expected nocturnal activity in “Diurnal” Lemur cattasupports cathemerality as one of the key adaptations of the lemurid radiation. American Journal of Physical Anthropology 150 (1). с. 99–106. ISSN 00029483. doi:10.1002/ajpa.22180. 
  310. а б в г Błaszczak Z., Kreysing M. and Guck J. (2014). Direct observation of light focusing by single photoreceptor cell nuclei. Optics Express 22 (9). с. 11043. ISSN 1094-4087. doi:10.1364/OE.22.011043. 
  311. а б Kreysing M. , Boyde L., Guck J., and Chalut K.J. (2010). Physical insight into light scattering by photoreceptor cell nuclei. Optics Letters 35 (15). с. 2639. ISSN 0146-9592. doi:10.1364/OL.35.002639. 
  312. а б в Dowling J. E. and Boycott B. B. (1966). Organization of the Primate Retina: Electron Microscopy. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 166 (1002). с. 80–111. ISSN 0962-8452. doi:10.1098/rspb.1966.0086. 
  313. а б Haverkamp Silke, Grünert Ulrike and Wässle Heinz (2000). The Cone Pedicle, a Complex Synapse in the Retina. Neuron 27 (1). с. 85–95. ISSN 08966273. doi:10.1016/S0896-6273(00)00011-8. 
  314. Schmitz Frank (2009). The Making of Synaptic Ribbons: How They Are Built and What They Do. The Neuroscientist 15 (6). с. 611–624. ISSN 1073-8584. doi:10.1177/1073858409340253. 
  315. Schmitz Frank, Königstorfer Andreas and Südhof Thomas C. (2000). RIBEYE, a Component of Synaptic Ribbons. Neuron 28 (3). с. 857–872. ISSN 08966273. doi:10.1016/S0896-6273(00)00159-8. 
  316. Jackman Skyler L., Choi Sue-Yeon, Thoreson Wallace B., Rabl Katalin, Bartoletti Theodore M. and Kramer Richard H (2009). Role of the synaptic ribbon in transmitting the cone light response. Nature Neuroscience 12 (3). с. 303–310. ISSN 1097-6256. doi:10.1038/nn.2267. 
  317. Sterling Peter and Matthews Gary (2005). Structure and function of ribbon synapses. Trends in Neuro-sciences 28 (1). с. 20–29. ISSN 01662236. doi:10.1016/j.tins.2004.11.009. 
  318. а б в г д Tsukamoto Y, Morigiwa K, Ueda M and Sterling P (2001). Microcircuits for night vision in mouse retina.. Journal of Neuroscience 21 (21). с. 8616–23. PMID 11606649. 
  319. West Roger W. and Dowling John E. (1975). Anatomical evidence for cone and rod-like receptors in the gray squirrel, ground squirrel, and prairie dog retinas. The Journal of Comparative Neurology 159 (4). с. 439–459. ISSN 0021-9967. doi:10.1002/cne.901590402. 
  320. Chun Myung-Hoon, Grünert Ulrike, Martin Paul R. and Wässle Heinz (1996). The Synaptic Complex of Cones in the Fovea and in the Periphery of the Macaque Monkey Retina. Vision Research 36 (21). с. 3383–3395. ISSN 00426989. doi:10.1016/0042-6989(95)00334-7.